桃(Amygdalus persica Linn.)蔷薇科(Rossaceae)李属(Prunus),是我国大宗果品之一,选育品种多达1 000余种,品种间特性差异大[1]。基于桃品种形态学,根据果实食用成熟期果肉质地的软化模式及硬度变化差异,将桃分为溶质桃(Hongli)、不溶质桃(Baili)和硬质桃(霞脆)。溶质桃成熟时果肉柔软多汁,可剥皮;不溶质桃成熟过程中硬度缓慢降低,完全成熟时果肉仍会保持一定的硬度和韧性;硬质桃果肉在成熟期依然可以保持较大的硬度和脆度,过熟后肉质变面[2-4]。

果肉质地(如硬度)不仅是区分桃果实种质特性的重要指标,也常作为桃果实分级和加工的重要依据[5]。桃果实成熟时,果肉细胞微观形态及结构的变化会显著影响果实宏观硬度的改变。近年来,越来越多的研究利用显微成像技术直观表征果肉细胞形态及其变化。溶质桃比不溶质桃果实软化更迅速,扫描电子显微镜发现前者具有更大的果肉细胞,且在贮藏期间细胞壁降解更为显著[6]。Ma等[7]利用光学显微镜观察发现,溶质桃随贮藏时间延长,细胞壁变薄,细胞间隙逐渐增大,细胞分离,导致果实硬度下降。激光共聚焦显微镜(confocal laser scanning microscopy,CLSM)通过细胞及组织标本微观结构的荧光标记,实现对细胞形态的定性、定量和定位分析[8]。而CLSM多应用于细胞形态的定性表征,少有研究关注CLSM在果实细胞形态定量表征与果实质地变化的相关性方面的应用。

本研究拟以硬质桃、溶质桃及不溶质桃为实验对象,追踪分析贮藏期间桃果实的硬度变化,利用多元显微成像技术结合计算机图像处理定量分析贮藏期间桃果实细胞形态变化,明确不同质地桃果实硬度改变与微观结构的相关性,希望为完善桃果实成熟软化机理和桃果实分等分级提供理论依据。

1 材料与方法

1.1 材料与试剂

1.1.1 实验材料

硬质桃“美瑞”、溶质桃“深州水蜜”、不溶质桃“金童5号”,国家桃草莓种质资源圃(北京)。树形为Y字形,2011年3月定植,南北行向,土肥水常规管理,株行距为2.5 m×5.0 m,选取朝向一致、颜色、大小相近,成熟度为八成熟,无明显病虫害和机械损伤的果实,当天运回实验室。桃果实于室温(25 ℃)贮存,采收当天记为第0天,贮藏至果实发生轻微腐烂状态,停止取样。

1.1.2 实验试剂

无水乙醇、丙酮、磷酸二氢钾、氢氧化钠、四氧化锇,国药集团化学试剂有限公司;醋酸铀、柠檬酸铅,上海朝瑞生物科技有限公司;卡尔科弗卢尔荧光增白剂,西格玛奥德里奇(上海)贸易有限公司。以上试剂均为分析纯。

1.2 仪器与设备

TA.XT2i/50型物性分析仪,英国Stable Micro Systems公司;Zeiss LSM 880 Ariyscan型激光共聚焦显微镜,卡尔蔡司(上海)管理有限公司;LeicaCPD 030型CO2临界点干燥仪,徕卡显微系统(上海)贸易有限公司; HITACHI MC1000型离子溅射仪、H-7500型透射电子显微镜、SU-8010型冷场发射扫描电子显微镜,日本Hitach公司。

1.3 实验方法

1.3.1 桃果实硬度测定

采用物性分析仪测定桃果实硬度。选取探头型号为P/2E的探针沿果实顶部进行测定。测定条件:前期测试速率为1 mm/s,检测速率为1 mm/s,检测后速率为1 mm/s,触发力为0.1 N,测量深度为10 mm。设置5个平行,每次取3个果实,每个果实于6个位置进行测定,共计15个果实,90个测定位点,取平均值进行计算。其中,所有样品于贮藏0～7 d内每天定点取样;“美瑞”、“深州水蜜”及“金童5号”分别于贮藏14、13、20 d进行最后一次取样测定。

1.3.2 桃果实形态变化的测定

1.3.2.1 图像采集与处理

使用激光共聚焦显微镜观察桃果实形态变化。“美瑞”、“深州水蜜”及“金童5号”分别于采收当天(贮藏0 d)、贮藏初期(贮藏1 d)、贮藏中期(贮藏7 d),贮藏后期(“美瑞”贮藏14 d、“深州水蜜”贮藏13 d、“金童5号”贮藏20 d)进行取样检测。在果实表皮下2～7 mm进行取样,制备5 mm×5 mm的薄片,将其浸泡于Calcofluor white染色剂溶液(1 g/L)15 min,使用超纯水洗脱后,将样品转移至载玻片上,覆盖盖玻片。采用Plan-Apochromat 20×/0.8 M27物镜进行观察,发射波长为467 nm,激发波长为405 nm;扫描像素为1 024×1 024。

每组样品选取10张物镜为20、ZOOM值为0.6的图像。将获得的细胞原始图像转化为RGB图像,随后将其转化为8-bit灰度图像;并进行二值化表达,利用ImageJ软件消除二值图像内部杂质,填充边缘并调整图像亮度和对比度。

1.3.2.2 图像形态学参数提取

利用ImageJ软件测量和计算图像上每个完整细胞的截面积(A)、截面周长(L)、圆度(S)及截面孔隙率(e)。细胞圆度S[9]及孔隙率e计算见式(1)、式(2)。

(1)

(2)

式(1)、式(2)中,A为图像上的细胞截面积,L为图像上的细胞截面周长,An为图像上细胞孔隙面积;At为图像总面积。

1.3.3 桃果实微观结构变化的测定

使用扫描电镜观察桃果实微观结构的变化。贮藏期间取样同1.3.2.1节,分别于果实表皮下2～7 mm 切片取样,大小为5 mm×5 mm×1 mm。室温下,样品放置于植物固定液中避光固定48 h。用磷酸缓冲液(pH=7.2)冲洗固定好的样品,质量分数为1%锇酸后固定2 h。采用蒸馏水冲洗3次,3 min/次; 乙醇梯度(体积分数为30%、50%、60%、70%、80%、90%、100%)脱水,15 min/梯度。CO2临界点干燥仪干燥样品后使用离子溅射仪喷镀样品,进行观察。

1.3.4 桃果实超微结构变化的测定

使用透射电镜观察桃果实超微结构的变化。贮藏期间取样同1.3.2.1节,样品固定、冲洗、后固定步骤与1.3.3节相同。冲洗时采用磷酸缓冲液(pH=7.2)冲洗3 次,3 min/次;乙醇梯度(体积分数为30%、50%、60%、70%、80%、90%、100%)脱水,15 min/梯度;采用丙酮置换6次,10 min/次。置换后样品浸于树脂与丙酮混合液中于35 ℃过夜。次日样品包埋、聚合后,进行超薄切片,采用醋酸铀、柠檬酸铅双染色,观察样品。

1.4 数据处理

数据采用平均值±标准差表示。采用Excel 2019、SPSS 26.0、ImageJ软件进行数据统计和方差分析(P<0.05表示差异显著),Origin 9.0软件进行图形绘制。

2 结果与分析

2.1 贮藏期间桃果实硬度变化分析

桃果实硬度变化见图1。由图1(a)可知,采收当天,“美瑞”果皮硬度最大[(9.06±0.24)N],其次为“金童5号”[(9.05±0.15)N],二者之间未呈现显著性差异;“深州水蜜”果皮硬度最小[(4.16±0.23)N],这可能与桃果实本身的质地特性相关。随贮藏时间延长,桃果皮硬度均呈现显著降低趋势,果皮硬度降幅由大到小依次为“金童5号”、“美瑞”、“深州水蜜”。“美瑞”贮藏至第4天时,果皮硬度呈现轻微降低趋势;贮藏5～14 d,果皮硬度显著下降,较采收当天下降幅度为41.17%。贮藏期间,“金童5号”果皮硬度呈阶梯式下降趋势。贮藏第2、4、5天,“金童5号”果皮硬度较采收当天分别下降了8.63%、14.99%和27.87%;贮藏5～7 d,果皮硬度下降变缓,维持在6.34 N左右;贮藏至后期,果皮硬度达到最低值[(4.18±0.24)N]。“深州水蜜”果皮硬度在贮藏第3天相较采收当天下降32.11%;贮藏3～7 d,果皮硬度呈现先缓慢下降后趋于稳定的趋势,维持在2.74 N左右;贮藏13 d,果皮硬度比7 d稍有增加[(2.68±0.24)N],可能是由于受外界影响,果皮细胞发生应激反应,导致苯丙氨酸解氨酶(PAL)和过氧化物酶(POD)活性增高,诱导木质素合成增加,果皮抵抗力增强[10-12]。

图1 不同品种桃果实硬度变化
Fig.1 Changes in firmness of different peaches

由图1(b)可知,采收当天,“美瑞”表现出最大的果肉硬度[(4.85±0.24)N],其次为“金童5号”[(3.76±0.02)N],“深州水蜜”果肉硬度最小[(1.47±0.11)N]。贮藏期间,果肉硬度均呈现显著降低的趋势且果肉硬度降幅由大到小依次为“深州水蜜”、“美瑞”、“金童5号”。“美瑞”贮藏至6 d,果肉硬度呈显著降低趋势,下降幅度为57.63%;贮藏6～14 d,果肉硬度变化趋于稳定,约为1.86 N;贮藏14 d时,“美瑞”果肉硬度达到最低值[(1.69± 0.15) N]。“金童5号”贮藏第3天果肉硬度较采收当天下降30.46%;贮藏3～7 d,“金童5号”果肉硬度趋于稳定,平均为2.58 N;贮藏20 d,果肉硬度最低,为[(1.55±0.18)N]。“深州水蜜”果肉硬度在贮藏0～3 d呈显著降低趋势,下降幅度为72.61%;贮藏3～13 d,果肉硬度缓慢降低,平均为0.37 N;贮藏13 d,果肉硬度达到最低值,为[(0.32±0.03) N]。贮藏期间,果肉硬度降低幅度(58.68%～78.20%)显著大于果皮硬度降低幅度(35.53%～65.19%)。

相较于果皮硬度,果实硬度改变即果肉软化是更为明显的果实成熟特征,也是评价桃品种性状的重要依据。贮藏期间伴随着水分散失、细胞膨压的降低,果肉细胞硬度及机械强度降低[13-15];此外在细胞壁酶作用下,与纤维素紧密结合的原果胶转化为水溶性果胶,并与纤维素分离,产生细胞间黏合力下降、细胞形变等现象,从而导致果肉软化[16-18]。而果皮组织含水量低,且含有大量纤维素和果胶等组分,因而具有较硬的角质层和大量小且致密的表皮细胞,细胞间隙小、排列整齐,贮藏硬度降低程度小[15]。因此,有必要进一步定性定量解析果肉细胞形态变化,以更好地表征不同质地桃果实的软化程度。

2.2 贮藏期间桃果实形态变化分析

2.2.1 桃果实细胞圆度变化分析

贮藏期间,细胞圆度(S)的变化趋势见图2。细胞圆度多用于反映细胞形态的完整程度,S值越大表明细胞完整程度越高,反之亦然。由图2可知,采收当天,“美瑞”、“深州水蜜”、“金童5号”的S值分布在0.70～0.90的占比分别为73.49%、89.89%和92.80%;其中“金童5号”圆度最高,细胞形态最为规则。“美瑞”在贮藏中期S值分布曲线左移,主要分布于0.65～0.80,占比约为65.97%,此时细胞依然维持较为规则的形态;贮藏后期,S值分布曲线继续左移,S值小于0.6的细胞占比上升至16.98%,形态不规则细胞显著增加。“深州水蜜”在贮藏中期 S值分布在0.70～0.90的细胞占比下降至79.78%,并出现S值小于0.50的细胞,细胞已经发生明显的不规则变化;至贮藏后期,S值分布曲线显著左移, 0.70～0.90的细胞占比降低了20%,细胞形态不规则度增加。“金童5号”S值曲线在贮藏中期无显著变化,果肉硬度趋于稳定;贮藏后期,S值分布在0.80～0.90的细胞占比由采收当天的60.65%降低至32.36%,但S值分布在0.70～0.80的占比为48.22%;在贮藏过程中,“金童5号”细胞形态较为规则。贮藏期间桃果肉细胞随生理代谢出现细胞皱缩失水,在细胞壁酶作用下细胞壁组分降解,诱导细胞骨架变形、细胞壁溶解,出现大细胞现象。此外,贮藏过程中多酚氧化酶(PPO)的释放可催化木质素苯环上的甲基化反应,诱导木质素的降解,可能导致果实硬度下降[19]。相较于溶质桃,不溶质桃“金童5号”因能量和生理代谢较慢,细胞壁酶活性低,细胞形态较为完整,果实硬度下降缓慢。

图2 不同品种桃果实细胞圆度频率分布
Fig.2 Frequency distribution of cell roundness in peaches of different cultivars

2.2.2 桃果实细胞截面积变化分析

桃果实细胞截面积(A)变化见图3,其中A值小于 10 000 μm2为小细胞,10 000～20 000 μm2为大细胞,20 000～35 000 μm2为较大细胞,A值大于35 000 μm2为巨大细胞。采收当天,“深州水蜜”的A值分布范围最大(1 500～33 000 μm2),细胞相对较大,其次为“美瑞”(1 600～20 000 μm2);“金童5号”细胞小而致密,A值分布范围最小(300～17 500 μm2)。“美瑞”在采收当天结构组织以小细胞为主,A值为1 600～10 000 μm2的细胞占比约为80.90%;贮藏中期,A值分布曲线最高峰值显著下降,并于10 000～20 000 μm2出现小峰,表明有大细胞出现;贮藏后期,小细胞逐渐减少,占比降低了20%,较大细胞占比增加,占比约为11.89%,出现少量巨大细胞(A>35 000 μm2)。“深州水蜜”在采收当天A值主要集中在2 500～12 500 μm2,占比约为74.72%;贮藏中期,A值分布曲线右移,出现少部分巨大细胞,表明有细胞融合现象;贮藏后期,A值分布曲线继续右移,较大细胞和巨大细胞占比增加,占比约为13.78%,细胞融合现象增多。“金童5号”在采收当天A值为300～7 500 μm2的细胞约占81.66%;贮藏中期,A值分布曲线向右偏移,A值为7 500～12 500 μm2的细胞显著增加,占比约为25.49%,A值小于5 000 μm2的细胞数量显著减少,同采收当天比下降11.75%;贮藏后期,大细胞(12 500～20 000 μm2)数量显著增加,占比约为24.13%,较大细胞占比约为11.81%,表明细胞融合现象加剧。综上所述,贮藏期间,桃果肉细胞随着贮藏期的延长呈现出更大的A值,可能是在细胞壁酶(如果胶酶、纤维素酶)作用下,细胞壁降解、细胞融合导致的[20-21]。其中,“深州水蜜”作为溶质桃表现出更多的大细胞数量,对应呈现最低的果肉硬度;“金童5号”作为不溶质桃在贮藏期间A值增长显著低于“美瑞”和“深州水蜜”,对应呈现果肉硬度下降最缓慢的特点。

图3 不同品种桃果实细胞截面积频率分布
Fig.3 Frequency distribution of cell cross-sectional area in peaches of different cultivars

2.2.3 桃果实细胞截面周长变化分析

贮藏期间,桃果实细胞截面周长(L)变化见图4。“美瑞”L值在采收当天主要集中在200～400 μm,占比约为78.03%;贮藏中期,250～300 μm和350～400 μm处出现明显的峰,且300～350 μm的细胞数量略有减少,占比降低至16.67%,表明细胞形态发生显著改变;贮藏后期,L值大于400 μm的细胞数量显著增加,较采收当天增加了38.99%,表明出现细胞降解现象。“深州水蜜”在采收当天L值主要集中在200～400 μm,占比约68.54%;贮藏中期,出现少部分L值小于150 μm及大于700 μm的细胞,分别占比7.52%和2.07%;贮藏后期,L值为400～700 μm的细胞数量略有增加,占比约为41.52%,同时出现L值大于800 μm的细胞,占比约为2.03%,细胞融合现象增加。“金童5号”在采收当天L值为100～350 μm的细胞占比约91.79%;贮藏中期,L值分布曲线显著右移,其中L值为350～550 μm的细胞数量显著增加,较采收当天增长了29.41%,小于300 μm的细胞数量显著减少,较采收当天降低了34.07%;贮藏后期,L值分布曲线继续右移,L值为400～550 μm的细胞数量增加,占比约41.95%;同时出现L值大于600 μm的大细胞,这与A值的变化一致。贮藏期间,果肉细胞的膜脂过氧化物增加,诱导细胞膜双分子层间磷脂的物质交换增加[22-23],导致细胞膜上的孔径增大、破裂,发生细胞融合,L值随之变大。其中,不溶质桃“金童5号”可能由于过氧化氢酶(CAT)和过氧化物酶(POD)等抗氧化酶活性较高,过氧化氢(H2O2)和超氧阴离子等ROS积累较慢,丙二醛(MDA)含量低,细胞膜通透性低,导致其仅在贮藏后期出现少量大细胞。

图4 不同品种桃果实细胞截面周长频率分布
Fig.4 Frequency distribution of cell cross-sectional circumference in peaches of different cultivars

2.2.4 桃果实细胞截面孔隙率变化分析

细胞截面孔隙率(e)多用于反映细胞的紧密程度,值越大,果肉组织越疏松。不同品种桃果实细胞截面孔隙率变化见图5。随贮藏时间延长,e值均呈现增加趋势,表明果肉组织呈现疏松软化的现象,这与果肉硬度下降的趋势相一致。采收当天,“美瑞”e值最小,为6.364%±0.234%,其次为“金童5号”(10.997%±0.280%),“深州水蜜”e值最大(11.121%±0.789%)。随贮藏时间延长,“美瑞”e值呈持续增加的趋势;贮藏后期较采收当天e值增长幅度高达82.76%。“深州水蜜”贮藏至中期 e值较为稳定(12.355%±0.760%);贮藏后期,e值继续增加,增幅达39.57%。“金童5号”贮藏中期 e值与采收当天相比显著增长,增长至12.789%±0.380%;贮藏后期,e值增长缓慢,增长幅度为19.70%。“金童5号”e值增长幅度最小,对应其A值变化最小的特点。e值的增长一方面可能是因为在贮藏过程中,桃果肉细胞失水,膨压降低,发生皱缩;另一方面可能是由于在酶的作用下细胞完整性遭到破坏,发生不规则变化。

不同小写字母表示组间数据差异显著(P<0.05)。

图5 不同品种桃果实细胞截面孔隙率变化
Fig.5 Changes of cell cross-sectional porosity in peaches of different cultivars

2.3 桃果实微观结构变化分析

桃果实微观结构变化见图6。贮藏初期,不同品种桃果实细胞均紧实饱满、排列紧密、大小均匀。贮藏中期,“美瑞”细胞间隙增大;“深州水蜜”部分细胞结构坍塌,呈现不规则形态;“金童5号”少部分细胞发生皱缩,细胞间隙相对紧密。贮藏后期,不同品种桃果实组织中均出现了不同程度的大细胞,可能是细胞溶解导致的;其中,“金童5号”细胞结构依旧较为致密,“大细胞”现象不突出,这与其细胞截面积变化相一致;“美瑞”果实细胞形态由规则圆形转变为扁椭圆形;“深州水蜜”细胞形态改变最为显著,组织结构出现坍塌,细胞间隙增加,细胞边缘不清晰,具有完整形态的细胞显著减少,可能与其溶质特性相关。

图6 贮藏期间桃果实微观结构变化
Fig.6 Changes in microstructure of peaches during storage

2.4 桃果实细胞超微结构变化分析

桃果实细胞超微结构变化见图7。贮藏初期,不同品种桃果肉细胞均具有较厚且均匀的细胞壁、完整的细胞膜和浓厚的细胞质,细胞中间层较为紧实。贮藏中期,“美瑞”和“金童5号”细胞壁及细胞膜结构未发生显著改变,部分细胞器清晰可见,但中间层出现松散现象;“深州水蜜”细胞结构松散、边缘不清晰,细胞壁厚度不均匀,细胞膜出现溶解现象,中间层密度降低。至贮藏后期,“美瑞”和“深州水蜜”中间层密度降低,细胞外存在大细胞间隙,同时细胞中的细胞质含量显著减少,出现了大量的囊泡,可能是细胞膜遭到膜脂过氧化产物的破坏,多酚、可溶性糖等小分子物质从细胞膜中溶出而留下的孔隙[14]。“金童5号”细胞膜发生部分断裂,出现少量囊泡和网状物质,部分线粒体仍清晰可见,这可能与其不溶质特性相关。

CW-胞壁,ML-胞间层,ICS-细胞间隙,M-线粒体,CHL-叶绿体,OD-嗜锇颗粒。

图7 贮藏期间桃果实细胞超微结构变化
Fig.7 Changes in ultra-microstructure of peaches during storage

3 结 论

贮藏期间桃果肉硬度的变化是表征不同质地桃品种的重要依据,而桃果肉细胞形态变化直接作用于桃果肉硬度变化。本研究利用多元显微成像结合计算机图像处理技术,定量表征了桃果肉形态的变化规律,并分析了其与硬度变化的相关性。结果表明:贮藏期间,桃果肉硬度下降幅度显著高于果皮,可以更好地表征果实硬度的改变。进一步利用CLSM耦合计算机图像处理技术定量表征桃果肉细胞形态变化和细胞超微结构分析发现,贮藏期间,不同质地桃果实细胞形态学参数改变显著且与硬度变化具有一致性。溶质桃“深州水蜜”果实软化最显著,A值和L值随硬度减小而增大,细胞结构塌陷疏松,细胞融合现象最为严重。不溶质桃“金童5号”硬度变化最小,其L值、A值和e值增长幅度最小,细胞结构紧密,细胞间隙小,表明细胞形态变化程度对果肉质地软化呈正相关。硬质桃“美瑞”表现出最低的S值;且随果肉硬度降低,细胞形态由规则圆形转变为扁椭圆形。由此可以推断,微观层面上细胞结构越疏松,细胞截面积、截面周长和细胞截面孔隙率越大,果肉质地软化程度越严重。此外,果肉形态改变与细胞质、细胞膜、细胞壁中的相关组分及酶活性密切相关。今后将进一步基于果肉细胞形态的变化规律,从分子层面揭示不同质地桃果实软化机制。

参考文献：

[1] 毕金峰, 吕健, 刘璇, 等. 国内外桃加工科技与产业现状及展望[J]. 食品科学技术学报, 2019, 37(5): 7-15.
BI J F, LÜ J, LIU X, et al. Research on techniques and industry situation and prospect for peach processing in domestic and aboard[J]. Journal of Food Science and Technology, 2019,37(5):7 -15.

[2] 王力荣, 朱更瑞, 方伟超. 桃种质资源描述规范和数据标准[M]. 北京: 中国农业出版社, 2005:10-20.

[3] 毕金峰, 吕健, 陈晓明. 桃精深加工与贮运技术[M]. 北京: 中国农业科学技术出版社, 2021:3-7.

[4] 曾文芳, 王志强, 牛良, 等. 桃果实肉质研究进展[J]. 果树学报, 2017, 34(11): 1475-1482.
ZENG W F, WANG Z Q, NIU L,et al. Research process on peach fruit flesh texture[J]. Journal of Fruit Science, 2017, 34(11): 1475-1482.

[5] JANTRA C, SLAUGHTER D C, ROACH J , et al. Development of a handheld precision penetrometer system for fruit firmness measurement[J]. Postharvest Biology and Technology, 2018, 144: 1-8.

[6] CHENG C X, LIU J C, WANG X K, et al. PpERF/ABR1 functions as an activator to regulate PpPG expression resulting in fruit softening during storage in peach (Prunus persica)[J]. Postharvest Biology and Techno-logy, 2022, 189: 111919.

[7] MA C, FENG L, PAN L Q, et al. Relationships between optical properties of peach flesh with firmness and tissue structure during storage[J]. Postharvest Biology and Technology, 2020, 163: 111134.

[8] CARDENAS- PÉREZ S, CHANONA-PÉREZ J J, GÜEMES-VERA N, et al. Structural, mechanical and enzymatic study of pectin and cellulose during mango ripening[J]. Carbohydrate Polymers, 2018, 196: 313-321.

[9] 袁越锦, 韩思明, 徐英英, 等. 干燥方法对水蜜桃微观结构变化的影响[J]. 食品工业科技, 2022,43(19): 43-52.
YAN Y, HAN S M, XU Y Y, et al. Effects of drying methods on microstructure of juicy peach[J]. Science and Technology of Food Industry, 2022 ,43(19): 43-52.

[10] 赵亚梅, 陈生煜, 游乐, 等. 阳桃木质素生物合成相关基因的筛选与分析[J]. 植物遗传资源学报, 2022, 23(2): 527-540.
ZHAO Y M, CHEN S Y, YOU L, et al. Identification and analysis lignin biosynthesis genes of Averrhoa carambola[J]. Journal of Plant Genetic Resources, 2022, 23(2): 527-540.

[11] 曹爱娟, 王有年, 葛水莲, 等. 桃内果皮木质素沉积过程中酶活性的变化[J]. 北京农学院学报, 2009, 24(1): 5-8.
CAO A J, WANG Y N, GE S L, et al. Changes of enzyme activity during the depositive process of lignin in peach endocarp[J]. Journal of Beijing University of Agriculture, 2009, 24(1): 5-8.

[12] 张宏平, 张晋元, 刘玉香, 等. 桃果实组织结构和超微结构细胞学研究[J]. 北方园艺, 2018, (1): 29-34.
ZHANG H P, ZHANG J Y, LIU Y X, et al.Histological and ultrastructural cytology of peach fruit[J]. Northern Horticulture, 2018, (1): 29-34.

[13] 彭勇, 陈义伦, 王庆国, 等. 桃品种间质地、水分及细胞壁组分的比较[J]. 西北农业学报, 2019, 28(11): 1836-1844.
PENG Y, CHEN Y L, WANG Q G, et al. Comparative study on texture,water status and cell wall components of peach cultivars[J]. Acta Agricuhurae Boreali-occidentalis Sinica, 2019, 28(11): 1836-1844.

[14] ZHANG L F, CHEN F S, YANG H S, et al. Changes in firmness, pectin content and nanostructure of two crisp peach cultivars after storage [J]. LWT- Food Science and Technology, 2010, 43(1): 26-32.

[15] GUO W C, GAO M J, CHENG J L, et al. Effect of mechanical bruises on optical properties of mature peaches in the near-infrared wavelength range[J]. Biosystems Engineering, 2021, 211: 114-124.

[16] 阎香言, 张熠可, 李福瑞, 等. 不同质地桃果实软化过程中细胞壁组分变化的差异[J]. 北方园艺, 2017, (20): 60-66.
YAN X Y, ZHANG Y K, LI F R, et al.Differences in cell wall composition duiring softening of peach fruit with different flesh texture[J]. Northern Horticulture, 2017, (20): 60-66.

[17] 王滨, 李培环, 董晓颖, 等. 不同溶质桃果实成熟前后及采后激素处理下硬度和果胶含量的变化[J]. 青岛农业大学学报(自然科学版), 2013, 30(3): 174-178.
WANG B, LI P H, DONG X Y, et al.Changes of pectin and firmness in peach fruit during maturation and after postharvest hormone treatments[J]. Journal of Qingdao Agricultural University(Natural Science), 2013, 30(3): 174-178.

[18] WEI J M, MA F W, SHI S G, et al. Changes and postharvest regulation of activity and gene expression of enzymes related to cell wall degradation in ripening apple fruit[J]. Postharvest Biology and Technology, 2010, 56(2): 147-154.

[19] 赵治兵, 黄婷婷, 吕嘉瀚, 等. 褪黑素结合丁香酚处理对红桃贮藏品质的影响[J]. 食品工业科技, 2022, 43(23): 341-346.
ZHAO Z B, HUANG T T, LÜ J H, et al. Effect of melatonin coupling with eugenol treatment on storage quality of red Amygdalus persica[J]. Science and Technology of Food Industry, 2022, 43(23): 341-346.

[20] ZHU L Q, DU H Y, WANG W, et al. Synergistic effect of nitric oxide with hydrogen sulfide on inhibition of ripening and softening of peach fruits during storage[J]. Scientia horticulturae, 2019, 256: 108591.

[21] JIANG L, KANG R Y, FENG L, et al. iTRAQ-based quantitative proteomic analysis of peach fruit (Prunus persica L.) at different ripening and postharvest storage stages[J]. Postharvest Biology and Technology, 2020, 164: 111137.

[22] HUANG D D, TIAN W, FENG J R, et al. Interaction between nitric oxide and storage temperature on sphingolipid metabolism of postharvest peach fruit[J]. Plant Physiology and Biochemistry, 2020, 151: 60-68.

[23] SINHA A, GILL P P S, JAWANDHA S K, et al. Salicylic acid enriched beeswax coatings suppress fruit softening in pears by modulation of cell wall degrading enzymes under different storage conditions [J]. Food Packaging and Shelf Life, 2022, 32(3): 100821.

Study on Differences in Firmness Changes of Peach Based on Quantitative Analysis of Cell Micromorphological

BAI Lansha1,2, LÜ Jian2, XIE Jin2, WANG Fengzhao2, LÜ Mingyue2, ZHU Fengmei1,*, BI Jinfeng2,*
(1.College of Food Science and Technology, Hebei Normal University of Science and Technology, Qinhuangdao 066004, China;2.Institute of Food Science and Technology, Chinese Academy of Agricultural Sciences/Key Laboratory of Agro-Products Processing, Ministry of Agriculture and Rural Affairs, Beijing 100193, China)

Abstract：In order to quantitatively analysis the changes in cell micromorphology and firmness of peach fruits with different texture, the texture analyzer, multiple microscopic imaging techniques and computer processing technology were used to measure the firmness and cell morphology parameters of pulp and peel of peach fruits (“Meirui”, “Shenzhou Shuimi”, and “Gold baby 5”) during storage. The results showed that both peel-firmness and pulp-firmness were significantly decreased along with the storage. Especially, pulp-firmness showed the more significant reduction (58.68%-78.20%)than the peel-firmness (35.53%-65.19%), making it more suitable for the characterization of peach fruit softening. At the initial storage (1 d), the cell morphology of peach pulp was regular and closely arranged. Specially, the largest cell cross-sectional area (A) (1 500-33 000 μm2) was obtained in “Shenzhou Shuimi”. The cell roundness of 0.70-0.90 were accounted for 92.80% in “Gold baby 5”. With the prolong of storage, the serious fusion in cell morphology was shown in “Shenzhou Shuimi” along with the large cells (A>35 000 μm2) appeared. For “Meirui”, the cell cross-sectional porosity was continuously increased during the storage, attributing to the cell shrinkage. “Gold baby 5” showed the lowest increase ratio in cell cross-sectional circumference , as well as the smallest amplitudes of cell deformation. Results of scanning electron microscope and transmission electron microscope were confirmed that during the storage, melting peach “Shenzhou Shuimi” with the loosest structure showed the severe degradation of cell wall and the most obvious dissolution of cytoplasm, while the non-melting peach “Gold baby 5” showed the relatively complete cell structure and small dissolution of cytoplasm. For stony hard peach “Meirui”, the round cell transferred to the oval cell and the change degree in structure was between melting and non-melting peaches. Therefore, based on the quantitative analysis of cell micromorphology, the differential changes in firmness of peach fruit with different texture were clarified, aiming to provide the theoretical basis for grading and quantitatively characterizing the changes of cell morphology and firmness of peach fruit based on texture difference.

Keywords：peach; firmness; cell morphology; quantitative characterization; confocal laser scanning microscopy

中图分类号：TS202.1

文献标志码：A

doi：10.12301/spxb202300074

文章编号：2095-6002(2024)05-0115-10

引用格式：白岚莎,吕健,谢晋,等.基于细胞微观形态定量的桃果实硬度变化差异性研究[J]. 食品科学技术学报,2024,42(5):115-124.
BAI Lansha, LÜ Jian, XIE Jin, et al. Study on differences in firmness changes of peach based on quantitative analysis of cell micromorphological[J]. Journal of Food Science and Technology, 2024,42(5):115-124.

收稿日期：2023-02-08

基金项目：中国农业科学院农产品加工研究所创新工程院所重点任务青年创新专项(CAAS-ASTIP-Q2022-IFST-15)。

Foundation： Agricultural Science and Technology Innovation Program of Institute of Food Science and Technology of Chinese Academy of Agricultural Sciences(CAAS-ASTIP-Q2022-IFST-15).

第一作者：白岚莎,女,硕士研究生,研究方向为果蔬贮藏与加工。

*通信作者：朱凤妹,女,教授,博士,主要从事食品生物技术方面的研究;毕金峰,男,研究员,博士,主要从事果蔬食品制造与营养科学方面的研究。

(责任编辑：张逸群)