红鳍东方鲀(Takifugu rubripes)，又名虎河豚，隶属鲀形目(Telraodontiformes)、鲀科(Tetradontidae)、东方鲀属(Takifugu)[1]，主要分布在日本、朝鲜半岛和中国沿海[2]。野生红鳍东方鲀有剧毒，误食可导致死亡，因此我国此前禁止红鳍东方鲀在市场上的销售流通；然而其肉质软嫩，味道鲜美，胶原蛋白含量丰富，具有较高营养及经济价值，深受消费者喜爱。2016年10月，中国农业部办公厅、国家食品药品监督管理总局联合发布了《关于有条件放开养殖红鳍东方鲀和养殖暗纹东方鲀加工经营的通知》，养殖河鲀市场开始逐步在国内开放，近几年来，国内河鲀养殖已达到无毒级别。

我国河鲀主要养殖品种为红鳍东方鲀及暗纹东方鲀，相关研究也主要针对这2个品种展开。不同河鲀之间的差异是学者们研究的主要内容，于久翔等[3]发现养殖红鳍东方鲀的营养品质优于野生红鳍东方鲀。邓捷春等[4]发现醛类是暗纹东方鲀肌肉中主要挥发性化合物，而红鳍东方鲀肌肉中主要挥发性化合物为烃类。卢敏德等[5]分析了不同种河鲀之间营养成分的差异，证明河鲀是一种高蛋白质、高氨基酸的鱼类，其中暗纹东方鲀各成分含量均居首位。Koizumi等[6]测定了野生和养殖红鳍东方鲀脂肪酸的含量，二者之间存在显著差异。此外，河豚毒素、基因表达等方面的研究也受到了广泛关注。Beleneva等[7]对河豚毒素进行了筛选与鉴定，Tamai等[8]对红鳍东方鲀毒素单克隆抗体进行了研究制备。由于国内红鳍东方鲀市场刚刚开放，有关红鳍东方鲀死后早期生化代谢特性的研究初见报道[9]，而针对其食品原料学属性方面的研究尚缺乏系统性。

本研究从原料学角度出发，对红鳍东方鲀肌肉的组织学特性、一般化学组成以及含氮物分布等方面进行了分析，希望能够在此基础上，进一步探究红鳍东方鲀肌肉性质与冷鲜产品品质的关联机制，以期为高端河豚产品品质调控提供参考。

1 材料与方法

1.1 材料与试剂

养殖红鳍东方鲀，商品规格的健康活体，900～1 000 g，2019年5月采购自大连天正实业有限公司。

分析纯蛋白质标准品，日本宝来生物公司；色谱纯乙腈，美国Sigma公司；分析纯五水合硫酸铜，上海沪试有限公司；分析纯硫酸铜，美仑生物公司；乙酸镁、硼酸、氯化钠、氢氧化钠，均为分析纯，天津市科密欧化学试剂有限公司。

1.2 仪器与设备

1260型高效液相色谱仪，美国Agilent公司；Milli- Q型超纯水净化仪，美国Millipore公司；PB- 10型pH计，德国Sartorius公司；高速离心机，德国Hermle Labortechnik GmbH公司；800 s型匀浆机，美国Waring公司；UV- 1800 PC型紫外分光光度计，上海美谱达仪器有限公司；HG- 200型均质机，日本Hsiangtai公司；L- 8900型全自动氨基酸分析仪，日立高新技术公司；倒置荧光显微镜，成贯仪器有限公司；79- 1型磁力搅拌器，常州国华电器有限公司；Bio- Rad型电泳仪，北京伯乐生命科学发展有限公司。

1.3 实验方法

1.3.1 原料处理

健康活体在养殖工厂暂养池处于放松状态，当场手工捞取后随即断脊椎速杀，排血10 min，分割去嘴、外皮、内脏、腮和眼等，将胴体清洗沥干后置于真空包装袋内封装，上述操作均逐条处理，最大限度减少处置过程对活体产生的胁迫。以全覆盖的冰藏方式在1 h内将胴体运至实验室，立即进行内皮和背肌的分离处理。样本分为新鲜、冷冻及超低温冷冻共3组。新鲜组的背部肌肉，用于组织形态、胶原蛋白、蛋白氮、非蛋白氮及蛋白质组分分析；-40 ℃冷冻组用于一般化学组成分析；超低温组液氮速冻后于-80 ℃条件下保存，用于游离氨基酸及ATP关联化合物分析。

1.3.2 肌肉组织形态特性测定

参考宋扬等[10]的实验方法，并适当修改。取红鳍东方鲀背部肌肉，在福尔马林固定液中沿平行于肌纤维的方向进行横切，垂直于肌纤维的方向进行纵切，切制成1 cm×1 cm×0.3 cm的长方体小块，放置在体积分数10%的福尔马林溶液中固定24 h。将固定好的样品依次在体积分数为30%、50%、70%、80%、90%的乙醇溶液中脱水40 min，95%和100%乙醇溶液中各脱水2次，每次20 min；用二甲苯与无水乙醇的混合溶液浸泡15 min后，再用二甲苯溶液浸泡2次，每次浸泡30 min，使样品呈现透明状态，便于观察。处理后的样品用常规石蜡包埋，制成切片，用二甲苯洗脱10 min，达到去除表面石蜡的目的，再用无水乙醇洗去二甲苯；在体积分数95%、90%、85%的乙醇溶液中各浸泡1 min后，蒸馏水水洗2 min，复水；样品经苏木精染液染色5 min，伊红染液染色3 min；依次经过85%(20 s)、90%(30 s)、95%(1 min，2次)、100%(2 min，2次)的无水乙醇脱水，二甲苯透明(2 min)。最后用中性树胶将样品封片，在倒置荧光显微镜下观察红鳍东方鲀肌肉的组织学形态。光学显微镜横切面与纵切面的观察倍数均为100倍和400倍。

1.3.3 一般化学组成测定

水分的测定采用直接干燥法(GB 5009.3—2016)；灰分的测定采用高温灼烧法(GB 5009.4—2016)；蛋白质的测定采用凯氏定氮法(GB 5009.5—2016)；脂肪的测定采用索氏抽提法(GB 5009.6—2016)；总糖的测定采用分光光度法(GB/T 9659.31—2008)。

1.3.4 含氮化合物测定

非蛋白氮：取红鳍东方鲀背部肌肉5 g放入50 mL离心管中，加入20 mL的0.1 mol/L NaCl、20 mmol/L Tris- HCl缓冲液(pH值7.5)，10 000 r/min下均质4次，每次均质30 s，每2次间隔30 s，用磁力搅拌器搅拌30 min后，在4 ℃、10 000 r/min条件下离心10 min，得到上清液和沉淀。向沉淀中加入缓冲液，重复提取3次，最后一次所得沉淀为沉淀1，每次分离得到的上清液汇总为上清液1，向上清液1中加入等量的体积分数10%的TCA，在4 ℃、10 000 r/min的条件下离心10 min，得到上清液2和沉淀2，其中上清液2即为非蛋白氮。

水溶性蛋白：上述沉淀2为水溶性蛋白，沉淀中加入20 mL的 0.1 mol/L NaCl、20 mmol/L Tris- HCl缓冲液(pH值7.5)复溶。

盐溶性蛋白：在沉淀1中加入20 mL的0.5 mol/L NaCl、20 mmol/L Tris- HCl缓冲液(pH值7.5)，搅拌30 min后，4 ℃、10 000 r/min离心10 min，得到沉淀和上清液。再次向沉淀中加入缓冲液，重复提取3次，得到沉淀3；每次分离得到的上清液汇总得到上清液3，即为盐溶性蛋白。

碱溶性蛋白：将沉淀3加入20 mL 的0.1 mol/L NaOH，搅拌3 h后，4 ℃、10 000 r/min离心10 min，得到上清液和沉淀。再次向沉淀中加入缓冲液，重复提取3次，得到沉淀4；每次分离得到的上清液汇总得到上清液4，即碱溶性蛋白。

不溶性蛋白：沉淀4用20 mL的 0.1 mol/L NaCl、20 mmol/L Tris- HCl缓冲液(pH值7.5)复溶，得到不溶性蛋白溶液。

所有操作均在4 ℃条件下进行。各组分蛋白氮含量均采用凯氏定氮法进行测定。

1.3.5 肌肉蛋白质组分测定

电泳样的制作：称取3 g红鳍东方鲀背部肌肉于50 mL 离心管中，加入20 mL的 0.1 mol/L NaCl、20 mmol/L Tris- HCl缓冲液(pH值7.5)，10 000 r/min下均质3次，每次30 s，每2次之间间隔30 s。用溴酚蓝、尿素溶液调节蛋白质溶液终质量浓度为1～2 mg/mL，100 ℃下加热5 min，自然冷却至室温后4 ℃保存。

蛋白质组分分析：红鳍东方鲀肌肉及各含氮组分分析均采用SDS- PAGE的方法。其中分离胶的质量分数为12.5%，浓缩胶的质量分数为5%，采用R- 250考马斯亮蓝染色法进行检验，醋酸甲醇溶液进行脱色。

1.3.6 ATP及其关联物测定

核苷酸含量的测定[11]：取1.0 g红鳍东方鲀背部肌肉，放入50 mL的离心管中，加入10.0 mL质量分数5%的PCA，用玻璃棒捣碎后加入4 mL 2 mol/L KOH溶液，摇匀后静置，分层后测定上清液的pH值，并继续用2 mol/L KOH溶液调节pH值至2.0～3.5。用超纯水定容至20 mL，3 000 r/min离心5 min，取上清液通过0.45 μm的滤膜，将4.0 mL滤液倒入10 mL离心管中，最后加入1.0 mL 0.1 mol/L磷酸盐缓冲液(pH 值7.5)摇匀后，放置在-40 ℃的冰箱中待用。所有实验操作均在4 ℃下进行。

高效液相色谱测定ATP及其关联物条件：流动相为三乙胺溶液- 乙腈溶液 (体积比4.2∶25)，用磷酸调整混合液的pH值为5.9，色谱柱为ODS- BPC 18(4.6 mm×250 mm，5 μm)，柱温35 ℃，检测器为二极管阵列检测器，检测波长254 nm，流动相流速1.5 mL/min，进样量20 μL，等梯度顺序洗脱。

1.3.7 游离氨基酸测定

游离氨基酸的测定参考张苏平等[12]的方法。样品处理方法与1.3.6节相同，用全自动氨基酸分析仪对游离氨基酸待测液进行分析，确定红鳍东方鲀背部肌肉中的游离氨基酸种类及含量。所有实验操作均在4 ℃下进行。

1.3.8 胶原蛋白含量测定

参考GB/T 9695.23《肉与肉制品羟脯氨酸含量测定》并适当修改。羟脯氨酸标准曲线的制作：称取50 mg羟脯氨酸，加水溶解后加1滴3 mol/L H2SO4，用水定容至100 mL后，取5 mL再用水定容至500 mL。分别吸取10、20、30、40、50 mL定容后的溶液于100 mL容量瓶中定容，得到羟脯氨酸标准溶液，质量浓度分别为0.5、1.0、1.5、2.0、2.5 μg/mL。取4 mL羟脯氨酸标准溶液于比色管中，加入2 mL 氯胺T溶液，混合均匀后，室温静置20 min，加入2 mL对二甲氨基苯甲醛显色剂，混匀后60 ℃水浴20 min，立即用流动水冷却3 min，室温下静置30 min，558 nm测吸光度。以标准溶液质量浓度为横坐标，吸光度为纵坐标，绘制羟脯氨酸标准曲线。

胶原蛋白含量的测定：称取红鳍东方鲀肌肉4 g于烧瓶中，加入30 mL 3 mol/L H2SO4，覆表面皿于105 ℃烘箱中消化16 h，消化完成后趁热过滤至250 mL容量瓶中，用10 mL 3 mol/L H2SO4洗脱，定容。吸取25 mL定容后的溶液于250 mL容量瓶中再次定容后，吸取4 mL于比色管内，加入2 mL氯胺T溶液，混合均匀并室温静置20 min。再加入2 mL对二甲氨基苯甲醛显色剂，混匀后60 ℃水浴20 min，立即用流动水冷却3 min，室温下静置30 min，558 nm处测吸光度，以蒸馏水为空白对照。测得的羟脯氨酸含量乘以胶原蛋白换算系数10.6[13]，即得胶原蛋白的含量。

1.4 数据处理

采用Excel对数据进行均方差分析，所有结果均用平均值±标准差表示。

2 结果与分析

2.1 红鳍东方鲀肌肉组织形态特性分析

为更好地观察分析红鳍东方鲀肌肉组织形态的特异性，有必要将其与白肉鱼类进行比较，选择有代表性的海水养殖大菱鲆做对比。图1、图2分别为红鳍东方鲀与大菱鲆背部肌肉的显微观测结果。胶原纤维构成的结缔组织膜呈白色，肌纤维呈亮粉色，二者相间形成网状结构。此外，400倍数下还能观察到肌肉多核细胞的细胞核以蓝色颗粒状分散于肌细胞内膜处。

从图1、图2可以明显看出，红鳍东方鲀肌肉组织呈现丰富的结缔组织分布特性。由图1(a)与图2(a)可以看出，红鳍东方鲀的肌肉细胞分布更加细密，在同样100倍的观察倍数下，二者肌肉横断面的差异显著，红鳍东方鲀肌肉中肌纤维更细密；二者结缔组织均呈不规则分布，图1(a)中含量更高。当观察倍数扩大到400倍，红鳍东方鲀肌肉细胞同样比大菱鲆更加细密，见图1(b)、图2(b)。观察比较纵切面，同样可见红鳍东方鲀突出的结缔组织分布特点，在100倍观察倍数下[图1(c)、图2(c)]，红鳍东方鲀呈现细密网状结构，结缔组织含量丰富；而大菱鲆网状结构不易观察，说明结缔组织含量较少。400倍数下可以清晰观察到红鳍东方鲀肌肉中肌纤维与结缔组织呈波浪形，结缔组织分布十分密集[图1(d)]；而大菱鲆肌肉中结缔组织分布则稀疏许多[图2(d)]。

2.2 红鳍东方鲀肌肉基本化学组成特性分析

2.2.1 一般组成分析

表1为红鳍东方鲀肌肉的一般化学组成分析，水分占80%左右，具有高蛋白质、低脂肪的特征，其粗蛋白占干质量的比例高达86%左右，而粗脂肪不足到1%；其他组分湿质量含量分析结果为灰分0.34%及总糖0.60%。

由于前期实验发现红鳍东方鲀的肌肉组织具有突出发达的结缔组织这一特性，除分析基本化学组成外，还针对肌肉的胶原蛋白含量进行了测定，测得胶原蛋白含量占干质量近5%的较高水平，与2.1节致密胶原蛋白分布的观察结果呼应。

国内外学者有大量针对不同地区海水白肉鱼类的研究报道。Kocatepe等[14]测得鲈鱼肌肉中蛋白质含量为18.6%，脂肪为10.7%；鳕鱼肌肉中粗蛋白含量在15%左右，粗脂肪约占0.4%[15]。与其他鱼类相比，东方鲀的脂肪含量明显较低，虽然不同品种、不同季节、不同批次的东方鲀一般化学组成含量也存在一定的差异，但其肌肉均具有高蛋白质、低脂肪的特点。

动物体内的结缔组织在其肌肉及皮、骨、鳞等各组织器官中起主要连接、支撑作用，胶原蛋白是结缔组织的主要构成成分，广泛分布在从海绵动物到脊椎动物的所有多细胞动物中。除了具有支撑作用外，胶原蛋白的组成及结构还与肌肉的质地、嫩度有密切的关系，胶原蛋白含量越低，肌肉嫩度越高[16-17]。

哺乳动物和禽类体内胶原蛋白含量较高，其中猪肉的结缔组织性质与牛肉相似，其羟脯氨酸含量与感官嫩度、风味之间存在显著的关系[16]。波兰杂交育肥猪背长肌的胶原蛋白含量丰富，占湿质量含量的1.71%～2.68%[18]；禽类肌肉中胶原蛋白的含量则相对较少，日本14周龄公鸡胸肌中胶原蛋白含量为2.88 mg/g[19]。相对于陆产畜禽动物源性肉类，水产动物的肌肉具有突出的嫩度，这是由于其所处的特殊环境需要相对较少的胶原蛋白来支撑自身的重量及其流变学特性决定的。鱼类及无脊椎海洋动物的质地受品种、年龄、季节、产地、营养状况以及捕后处理等各种因素的影响，而胶原蛋白对生熟水产品的质地都有显著的影响，其溶解性、热变性、断裂强度等各种特性与水产品的风味品质密切相关[16]。鱼类具有哺乳动物的全部基本骨骼体系,其所含胶原蛋白类型与后者也有明显的相同性,包括Ⅰ型、Ⅱ型、Ⅴ型以及Ⅺ型，广泛分布在肌肉、皮、骨、鳞等各个部位[15]。胶原蛋白是鱼体内含量最高的蛋白质之一，然而品种不同，鱼体内胶原蛋白的含量也有着较大的差异。本研究测得红鳍东方鲀肌肉中胶原蛋白的含量为湿质量的0.93%，而Tsukamoto等[13]测得日本2龄红鳍东方鲀肌肉的胶原蛋白含量在0.95%左右。黄鳍金枪鱼肌肉中胶原蛋白含量为0.51%[20]，张延华等[21]测得新鲜健康鲈鱼和草鱼背部肌肉中胶原蛋白的含量分别为0.637 1%和0.866 9%。白肉鱼肌肉中胶原蛋白含量与红肉鱼相比较高，而淡水鱼肌肉中胶原含量略高于海水鱼。此外，无脊椎动物如虾夷扇贝，其肌肉组织中胶原蛋白含量分别为外套膜2.006%、闭壳肌0.234%[22]。

2.2.2 肌肉含氮物分布分析

表2为红鳍东方鲀肌肉中含氮物的分布，其中氮含量最高的组分为盐溶性蛋白，为40.76%，其次分别为水溶性蛋白25.71%、非蛋白氮15.10%、不溶性蛋白13.24%及碱溶性蛋白5.18%。不溶性蛋白含量较高，再一次与胶原蛋白组织观察及胶原蛋白含量分析结果相呼应。

肌肉中的含氮化合物可以分为两类，即非蛋白态氮与蛋白态氮。非蛋白氮又称抽出氮，在硬骨鱼中占9.2%～18.3%。非蛋白氮是一种水溶性、低分子质量、非蛋白类含氮化合物，包括挥发性碱、肌酸、游离氨基酸、核苷酸、嘌呤碱，以及软骨鱼中的尿素等。许多非蛋白氮化合物在海洋动物代谢过程中起着关键性作用，不仅与腐败变质过程密切相关，还有助于提高海洋食品的风味。新鲜黄鳍金枪鱼鱼肉中总氮的21%由非蛋白氮组成，鲭鱼、沙丁鱼等深色肉鱼中，非蛋白氮含量可达到500～600 mg/100 g(按湿质量计)[23]。一般来说，白肉鱼中非蛋白氮的含量与红肉鱼相比较低，而本研究中测得红鳍东方鲀肌肉中非蛋白氮含量达总氮含量的15.10%，与菲律宾蛤仔闭壳肌中非蛋白氮含量14.7%[24]非常接近，丰富的非蛋白氮含量是红鳍东方鲀味道鲜美的重要原因之一。

蛋白态氮是肌肉中的主要含氮物，根据溶解性可分为3大类，分别是水溶性蛋白、盐溶性蛋白以及不溶性蛋白。水溶性蛋白，又称肌浆蛋白，可溶于水及中性低盐溶液，包含糖酵解酶、肌酸激酶、小清蛋白以及肌红蛋白、血红蛋白等，与糖酵解反应及氧化还原反应有关，一般占鱼类肌肉总蛋白质的20%～50%，在沙丁鱼及金枪鱼等红肉鱼肌肉中，水溶性蛋白可达到总蛋白质的30%～50%[25]。实验测得红鳍东方鲀肌肉中，水溶性蛋白含量占总氮的25.71%。盐溶性蛋白主要为肌原纤维蛋白，可溶于0.05 mol/L离子强度以上的中性盐溶液，在鱼类体内起着非常重要的作用，与鱼肉的品质密切相关，大部分水产品可食部位含氮化合物都以盐溶性蛋白为主。本研究中盐溶性蛋白含量在红鳍东方鲀肌肉中占比最高，为40.76%。不溶性蛋白，也就是基质蛋白，不溶于中性盐溶液及碱性溶液，化学性质比较稳定，主要成分为胶原蛋白，大部分鱼类肌肉中基质蛋白含量在10%以下，比畜禽肉中的基质蛋白低10%左右[25]，而红鳍东方鲀肌肉中不溶性蛋白含量偏高，为总氮含量的13.24%。此外，还测得了红鳍东方鲀肌肉中碱溶性蛋白的含量，含量较少，仅占总氮含量的5.18%。

2.3 红鳍东方鲀蛋白质组成分析

图3为红鳍东方鲀各组分蛋白质分析结果。由图3可知，红鳍东方鲀肌肉蛋白不同溶解组分的电泳图谱之间有着显著的差异。水溶性组分中蛋白质组成较丰富，分子质量均分布在20～200 kDa。盐溶性蛋白中蛋白质种类最丰富，主要成分为肌原纤维蛋白，在14～200 kDa出现多条清晰条带，其中包括200 kDa的肌球蛋白重链(MHC)、约100 kDa的副肌球蛋白(PM)、44 kDa的肌动蛋白(AC)、约35 kDa的原肌球蛋白(TM)以及20 kDa以下的肌球蛋白轻链(MLC)等[26]。碱溶性蛋白中，蛋白质含量相对较少，在200、110、45 kDa处有明显清晰的条带。不溶性蛋白主要由胶原蛋白构成(条带分布在110 kDa以上)，在45 kDa处也有条带出现。此外，肌肉与内皮的胶原蛋白均在110 kDa以上有明显条带出现，包括1条β肽链和2条α肽链，两种胶原蛋白之间无明显差别。

2.4 红鳍东方鲀肌肉核苷酸与游离氨基酸分析

2.4.1 ATP及其关联化合物分析

图4为ATP及其关联化合物在红鳍东方鲀背部肌肉中的含量。由图4可知，红鳍东方鲀肌肉中ATP的含量较高，为4.32 μmol/g；IMP是ATP降解的中间产物，是肉类中一种重要的鲜味物质，在红鳍东方鲀肌肉中检测到IMP含量为1.35 μmol/g，处于一个较高的水平。ADP与AMP的含量均较低，有少量Hx产生，未检测到HxR的存在。

ATP是一种高能磷酸化合物，是生物体内重要的能源物质。鱼体内ATP的降解途径通常为ATP- ADP- AMP- IMP- Hx- HxR，当氧气匮乏或受到胁迫时，生物体内ATP酶的含量会增加，导致ATP的大量消耗，从而产生一系列相关副产物。刚刚屠宰后的鱼肉中各种核苷酸的含量根据鱼种、肌肉的种类(普通肉和血合肉)、疲劳度的差异而不同[27]。一般情况下，鱼死后肌肉中核苷酸的变化首先是ATP的急剧减少，与此同时，IMP急剧增加。随着时间的延长，副产物Hx和HxR开始产生并逐渐积累。屠宰后立即测得的红鳍东方鲀肌肉中含量最高的2种核苷酸为ATP与IMP，其含量分别为 4.32、 1.35 μmol/g。虹鳟鱼肌肉中ATP及IMP的含量分别在7.5 μmol/g 和0.5 μmol/g 左右[28]，Cappeln等[29]测得鳕鱼背部肌肉中ATP含量在3.7～5.7 μmol/g，IMP含量在0.4～0.6 μmol/g。与其他鱼类相比较，红鳍东方鲀死后初期肌肉中ATP的含量较高，且鲜味物质IMP的含量显著高于其他鱼类。在冰藏条件下，随着死亡时间的延长，IMP会迅速累积，在第3天达到最大值后开始逐渐缓慢降解；而ATP逐渐消耗殆尽，在鱼体达到最大僵直(12～13 h)时已无法检测到[9]。死后初期肌肉内降解产物Hx的含量较低，为0.06 μmol/g，而HxR尚未产生。

2.4.2 红鳍东方鲀肌肉中游离氨基酸含量分析

表3为红鳍东方鲀背部肌肉中游离氨基酸的含量，共检测到16种氨基酸，其中赖氨酸的含量最高，其次是精氨酸和苏氨酸，谷氨酸、甘氨酸、丙氨酸的含量也相对较高。

游离氨基酸是水产品抽提物的重要组成成分，是鱼类体内主要的呈味物质；其中，天冬氨酸、谷氨酸、精氨酸、丙氨酸、甘氨酸则是几种主要的呈味氨基酸。红鳍东方鲀肌肉中，赖氨酸、精氨酸、苏氨酸、谷氨酸、甘氨酸等几种氨基酸的含量最高，并未检测到牛磺酸的存在；养殖大黄鱼肌肉中含量最高的游离氨基酸为牛磺酸，其次是谷氨酸、丙氨酸、脯氨酸[30]；无脊椎动物中牛磺酸的含量也处于较高的水平。Jang等[31]测得新鲜鲭鱼肌肉中组氨酸、牛磺酸、丙氨酸以及甘氨酸的含量较高，这4种游离氨基酸的含量在鲤鱼肌肉中也同样处于较高的水平。无脊椎动物虾夷扇贝闭壳肌中，含量较为丰富的游离氨基酸分别是甘氨酸、精氨酸和谷氨酸[32]，栉孔扇贝和中国蛤蜊中含量最高的游离氨基酸是甘氨酸[33]。赖氨酸是人体必需的氨基酸之一，在红鳍东方鲀肌肉中含量最为丰富，它和其他含量较高的游离氨基酸，如精氨酸、谷氨酸都是水产品中突出的味觉贡献者[34]，赋予了红鳍东方鲀鲜美的滋味。

3 结 论

红鳍东方鲀不仅具有白肉鱼类的高蛋白质、低脂肪的特点，还具有独特的原料学特性，其肌肉组织呈现更加密集的肌膜结缔组织分布特征，且肌肉中胶原蛋白含量也比普通白肉鱼高；红鳍东方鲀肌肉组织还含有丰富的非蛋白氮，核苷酸化合物以鲜味物质IMP为主，且富含多种游离氨基酸，几种呈味氨基酸的含量均处于较高的水平。红鳍东方鲀的肌肉纤维结构及蛋白质组成的特异性构成其独特的质地及口感。红鳍东方鲀的肌肉及蛋白质组分在捕后致死、处置、冷藏及流通销售过程中的变化规律的探索，及其对终端产品质地或口感的调控机制值得进一步深入研究。

参考文献：

[1] 林藏，岩封，磊门，等. 红鳍东方鲀(Takifugu rubripes)Vtg基因实时荧光定量PCR分析的引物设计与评估[J]. 河北渔业, 2019(3): 1-6.

LIN Z, YAN F, LEI M, et al. Primer design and evaluation of Takifugu rubripes Vtg gene real-time quantitative PCR analysis[J]. Hebei Fishery,2019(3):1-6.

[2] 马爱军，李伟业，王新安，等. 红鳍东方鲀养殖技术研究现状及展望[J]. 海洋科学, 2014, 38(2): 116-121.

MA A J,LI W Y,WANG X A,et al. Research progress and outlook of Takifugu rubripes culture techniques[J]. Marine Sciences, 2014, 38(2): 116-121.

[3] 于久翔，高小强，韩岑，等. 野生和养殖红鳍东方鲀营养品质的比较分析[J]. 动物营养学报, 2016, 28(9): 2987-2997.

YU J X,GAO X Q,HAN C,et al. Comparative analysis on nutritional quality of wild and farmed red fin oriental flycatcher[J]. Chinese Journal of Animal Nutrition, 2016, 28(9): 2987-2997.

[4] 邓捷春，王锡昌，刘源. 暗纹东方鲀与红鳍东方鲀气味成分差异研究[J]. 食品科学, 2009, 30(22): 335-339.

DENG J C,WANG X C,LIU Y. Comparison of odor compounds in Fugu obscurus and Fugu rubrip[J]. Food Science , 2009, 30(22): 335-339.

[5] 卢敏德，姚建敏，张纪顺，等. 几种东方鲀营养成分的分析[J]. 水生生物学报, 1999, 23(2): 187-189.

LU M D,YAO J M,ZHANG J S,et al. Analysis of nutrient components in four species of fugu[J].Acta Hydro-biologica Sinica, 1999, 23(2): 187-189.

[6] KOIZUMI K, HIRATSUKA S. Fatty acid compositions in muscles of wild and cultured ocellate puffer Takifugu rubripes[J]. Fisheries Science, 2009, 75(5): 1323-1328.

[7] BELENEVA I, MAGARLAMOV T, KUKHLEVSKY A. Characterization, identification, and screening for tetrodotoxin production by bacteria associated with the ribbon worm (Nemertea) Cephalotrix simula (Ivata, 1952)[J]. Microbiology, 2014, 83(3): 220-226.

[8] TAMAI T, SHIRAHATA S, HIRASHIMA N, et al. Generation of monoclonal antibodies for detection of a kuchi-ziro fish virus of tiger puffer (Takifugu rubripes)[J]. Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry, 1993, 57(10): 1750-1752.

[9] 冷寒冰，刘俊荣，徐美禄，等. 红鳍东方鲀死后僵直及生化变化特性[J].水产学报,2020,44(1):156-165.

LENG H B,LIU J R, XU M L, et al.Rigor and biochemi-cal characteristics of Takifugu rubripes after death[J]. Journal of Fisheries,2020,44(1):156-165.

[10] 宋扬，张晴，周晏琳，等. 虾夷扇贝横纹肌和平滑肌的蛋白分布及理化性质[J]. 水产学报，2017, 41(11): 1798-1805.

SONG Y,ZHANG Q,ZHOU Y L,et al. Protein distribution and physical and chemical properties of striated muscle and smooth muscle of scallop[J]. Journal of Fisheries,2017, 41(11): 1798-1805.

[11] 胡亜芹, 張佳琪, 蛯谷幸司,等. 魚肉からのATP関連化合物抽出法の簡便化[J]. 日本水産學會誌, 2013, 2(79):219-225.

[12] 张苏平，邱伟强，卢祺，等. 全自动氨基酸分析仪法测定4种贝类肌肉中谷胱甘肽和游离氨基酸含量[J]. 食品科学, 2017, 38(4): 170-176.

ZHANG S P,QIU W Q,LU Q,et al. Determination of glutathione and free amino acids in muscles of four shellfish species by automatic amino acid analyzer[J]. Food Science , 2017, 38(4): 170-176.

[13] TSUKAMOTO H, YOKOYAMA Y, SUZUKI T, et al. Isolation of collagen from tiger pufferfish parts and its solubility in dilute acetic acid[J]. Fisheries Science, 2013, 79(5): 857-864.

[14] KOCATEPE D, TURAN H. Chemical composition of cultured sea bass (Dicentrarchus labrax, Linnaeus 1758) muscle[J]. Journal of Food and Nutrition Research, 2012, 51(1): 33-39.

[15] 鸿巢章二，桥本周久. 水产利用化学[M]. 北京：中国农业出版社, 1992.

HONGCHAO Z E,QIAOBEN Z J. Aquatic utilization chemistry[M]. Beijing: China Agriculture Press, 1992.

[16] TAYLOR R. Connective tissue structure function and influence on meat quality[J]. Encyclopedia of Meat Sciences, 2004(1): 306-314.

[17] WESTON A R, ROGERS R W, ALTHEN T G,et al. Review: the role of collagen in meat tenderness[J]. The Professional Animal Scientist, 2002(18): 107-111.

[18] GAJEWCZYK P, GAJEWCZYK B, AKINCZA J,et al. Influence of crossing polish and foreign pig breeds on physicochemical traits of longissimus lumborum muscle[J]. Turkish Journal of Veterinary and Animal Sciences, 2014, 38: 183-188.

[19] NAKAMURA Y, IWAMMOTO H, SHIBA N, et al. Growth changes of the collagen content and architecture in the pectoralis and iliotibialis lateralis muscles of cockerels[J]. British Poultry Science, 2013, 45(6): 753-761.

[20] SIKORSKI Z, SCOTT D, BUISSON D,et al. The role of collagen in the quality and processing of fish[J]. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 2009, 20(4): 301-343.

[21] 张延华，马国红，宋理平，等. 4种鱼肉的基本成分及胶原蛋白含量分析[J]. 农学学报, 2014, 4(9): 79-81.

ZHANG Y H,MA G H,SONG L P,et al. Analysis of proximate composition and collagen content of fish muscles[J]. Journal of Agriculture , 2014, 4(9): 79-81.

[22] 吴忠，刘俊荣，田元勇，等. 虾夷扇贝外套膜胶原蛋白的提取与表征[J]. 大连海洋大学学报, 2016, 31(6): 678-684.

WU Z,LIU J R,TIAN Y Y,et al. Extraction and characterization of collagen from mantle of Patinopecten yessoensis[J]. Journal of Dalian Ocean University , 2016, 31(6): 678-684.

[23] SIMIDU W. Nonprotein nitrogenous compounds[M]∥GEORG B. Fish as Food. Salt Lake City: Academic Press, 1961:353-384.

[24] 张龙，刘俊荣，田元勇，等. 菲律宾蛤仔(Ruditapes philippinarum)软体部位含氮物的组成及其分布[J]. 食品科学, 2015, 36(24): 95-100.

ZHANG L,LIU J R,TIAN Y Y,et al. Composition and distribution of nitrogenous compounds in soft body of Ruditapes philippinarum[J]. Food Science, 2015, 36(24): 95-100.

[25] 渡部终五. 水产利用化学基础[M]. 北京: 化学工业出版社, 2017: 14.

DUBU Z W. Aquatic use of chemical based[M]. Beijing: Chemical Industry Press , 2017: 14.

[26] 张龙. 菲律宾蛤仔的蛋白分布特性[D]. 大连：大连海洋大学，2016.

ZHANG L.The distribution profiles of muscle protein from Ruditapes philippinarum[D]. Dalian: Dalian Ocean University,2016.

[27] 小林邦男. 魚肉のヌクレオチド[J]. 日本水産学会,1966, 32(2): 166-171.

[28] SCHULTE P M, MOYESF C D, HOCHACHKA P W. Integrating metabolic pathways in post-exercise recovery of white muscle[J]. Zoology, 1992, 166: 181-195.

[29] CAPPELN G, JESSEN F. ATP, IMP, and glycogen in cod muscle at onset and during development of rigor mortis depend on the sampling location[J]. Food Chemi-stry and Toxicology, 2002, 3(67): 991-995.

[30] 颜孙安，林香信，林虬. 不同养殖模式大黄鱼肌肉的游离氨基酸含量及组成分析[J]. 福建分析测试, 2013, 22(5): 10-13.

YAN S A,LIN X X,LIN Q. Analysis of free amino acid content and composition in muscle of Pseudosciaena crocea(Richardson)different aquaculture models[J].Fujian Analysis and Testing, 2013, 22(5): 10-13.

[31] JIANG S T, LEE T C. Changes in free amino acids and protein denaturation of fish muscle during frozen storage[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 1985, 33(5): 839-844.

[32] 杨婷婷，刘俊荣，俞微微，等. 活品流通过程中虾夷扇贝风味品质的变化[J]. 水产学报, 2015, 39(1): 136-146.

YANG T T,LIU J R,YU W W,et al. Changes in flavor and quality of scallops during live product circulation[J]. Journal of Fisheries, 2015, 39(1): 136-146.

[33] 刘云，宫向红，徐英江，等. 烟台近海3种贝类中呈味核苷酸和氨基酸的测定及比较分析[J]. 中国水产科学, 2014, 21(2): 351-360.

LIU Y,GONG X H,XU Y J,et al. Determination and comparative analysis of taste nucleotides and amino acids in three shellfish offshore Yantai[J]. Journal of Fishery Sciences of China , 2014, 21(2): 351-360.

[34] ZHANG N L, AYED C, WANG W, et al. Sensory-guided analysis of key taste-active compounds in pufferfish (Takifugu obscurus)[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2019,67(50): 1-39.

Study on Muscle Texture and Biochemical Properties of Farmed Takifugu rubripes

WANG Xuanfei,LIU Junrong*,YI Hongli,LENG Hanbing,TIAN Yuanyong,XU Tanye

(College of Food Science and Engineering, Dalian Ocean University, Dalian 116023, China)

Abstract：In order to explore the quality traits of Takifugu rubripes as sushi-grade seafood, microstructure and biochemical and nitrogenous compounds properties of Takifugu rubripes skeletal muscle were investigated. The muscle protein composition, ATP-related compounds and free amino acids were emphatically explored. The results showed that the skeletal muscle of Takifugu rubripes presented high-protein and low-fat characteristics which were similar with white fish species. And the crude protein was accounted for 86.30% of the skeletal muscle dry basis, while the fat was only accounted for 0.66%. Histomorphological observations revealed that the connective tissue in the Takifugu rubripes muscle was abnormally abundant. Further analysis found that the collagen content was accounted for 4.53% of the muscle dry basis. The results of nitrogen components analysis showed that the content of salt-soluble protein was the highest, accounting for 40.76% of total nitrogen components, followed by the water-soluble protein 25.71%, insoluble protein 13.24% and alkali-soluble protein 5.18%. In addition, the non-protein nitrogen compounds were rich in the Takifugu rubripes muscle, accounting for 15.10% of total nitrogen components. SDS- PAGE analysis showed that the water-soluble fraction and salt-soluble fraction had a wide variety of protein components compared to the alkali-soluble fractions. The insoluble component was appeared as collagen map. Collagen from muscle and endothelial tissue were extracted which presented smilar bands, and 3 distinct bands(molecular weight above 110 kDa) were consisted of β chain and two α chains, respectively. ATP-related compounds analysis showed that the ATP content in the humane slaughtered Takifugu rubripes skeletal muscle was high up to 4.32 μmol/g, and the main degradation product IMP (1.35 μmol/g) was obtained. And other further degradation products and content is almost zero. A total of 16 free amino acids were detected in the Takifugu rubeipes muscle. The content of lysine, arginine and threonine were higher, followed by glutamic acid, glycine and alanine, which had flavor function.

Keywords：Takifugu rubripes； balloonfish; muscle tissue； protein nitrogen； nonprotein nitrogen； free amino acids

doi:10.3969/j.issn.2095-6002.2020.06.012

文章编号：2095-6002(2020)06-0093-10

引用格式：王选飞，刘俊荣，衣鸿莉，等.红鳍东方鲀肌肉组织及生化组成特性研究[J]. 食品科学技术学报，2020,38(6):93-102.

WANG Xuanfei, LIU Junrong, YI Hongli, et al. Study on muscle texture and biochemical properties of farmed Takifugu rubripes[J]. Journal of Food Science and Technology, 2020,38(6):93-102.

收稿日期：2019-08-01

基金项目：国家重点研发计划资助项目(2018YFD0901001)。

第一作者：王选飞，女，硕士研究生，研究方向为水产品加工及贮藏工程。

*通信作者：刘俊荣，女，教授，博士，主要从事水产品加工及保鲜方面的研究。

中图分类号：TS254.1； Q502

文献标志码：A

(责任编辑：张逸群)