海藻酸钠(sodium alginate,SA)是从褐藻中提取的一种由α-L-葡萄糖醛酸和β-D-甘露糖醛酸通过随机排列连接而成的多糖。SA在钙离子的诱导下,能形成“蛋盒”结构的凝胶网络,可作为一种食品包装膜用于新鲜果蔬保鲜[1],或作为微胶囊壁材控制药物释放等[2],在食品工业和医药领域中被广泛应用[3]。单一钙离子诱导的SA凝胶存在结构松散、凝胶强度低、易析水等问题,目前主要通过将SA与其他胶体,如黄原胶、果胶和卡拉胶等复配来解决这些问题。研究发现,蛋白质和多糖易通过共价相互作用和非共价相互作用形成复合物,利用蛋白质和SA的相互作用来改善SA凝胶内部结构也是一种有效途径。如添加大豆分离蛋白能强化SA凝胶体系以更好地递送物质,加入乳清蛋白能促使SA凝胶结构更加紧实,提高负载药物能力和稳定性等[4-5]。

蛋白水解物是食品功能原料重要的食源性生物分子,相比于蛋白,通过酶解后蛋白水解物中的肽段活性被释放,可以更好地发挥抗氧化等活性,具有生物活性好、营养价值高、开发潜力大的优势[6];而且蛋白水解物含有侧链较多,易于与其他食品组分,如多糖等发生交联反应,进而改善食品品质。研究发现,蛋白水解物可以通过氨基酸与多糖等大分子之间发生静电相互作用,使分子间链缔结来达到强化凝胶特性的效果[7],如添加鸭蛋白水解物可强化鱼豆腐凝胶特性[8]。目前利用蛋白水解物强化凝胶特性是凝胶研究领域新的发展方向。

我国是甘薯生产大国,甘薯产量高达世界总产量80%。目前除了鲜食以外,甘薯主要用来生产淀粉及其制品[9]。甘薯加工过程中会产生大量的废液,其中含有具有较高营养价值的甘薯可溶性蛋白[10-11],可作为生物活性物质的潜在来源。研究表明,甘薯蛋白进一步加工制得的甘薯蛋白水解物(sweet potato protein hydrolysates,SPPHs),具有较好的抗氧化活性和热稳定性,以及降血压、降血糖等生理功能[12]。SPPHs富含多种氨基酸序列结构,含有较多的天冬氨酸和谷氨酸,氨基酸侧链多,其中的氨基可通过氢键、疏水作用和静电相互作用与SA中带负电的自由羧基结合[13],同时基于SPPHs本身的功能特性,将其与SA复配来改善SA凝胶的结构,或将达到较好的交联作用效果。目前,SPPHs与SA相互作用的研究还鲜有报道,其对SA凝胶特性的影响效果尚不明确。

为探究SPPHs对SA形成凝胶的影响,深入研究其凝胶机理,改善目前钙离子诱导形成的SA凝胶的结构特性,拓宽SPPHs的应用领域,本研究将从凝胶化过程、临界凝胶特性、质构特性及微观结构等方面探究SPPHs与SA组分之间的相互作用,为SPPHs与SA结合形成更为紧密的三维网络凝胶提供一定的理论指导。希望本研究可为拓宽甘薯蛋白的应用范围,提高其附加值奠定一定的理论基础。

1 材料与方法

1.1 材料与试剂

甘薯:商薯-19,江西农业大学农学院提供;海藻酸钠,青岛海之林生物科技开发有限公司;氯化钙、氢氧化钠、碱性蛋白酶(200 U/mg)等均为分析纯,西陇科技股份有限公司。

1.2 仪器与设备

Nano ZS型纳米粒度及Zeta电位分析仪,英国Malvern仪器公司;DHR-2型Discovery流变仪,美国TA有限公司;TA.TX Plus型质构仪,英国Stable Micro Systems公司;Micro MR型核磁共振成型分析仪,上海Niumag电子科技有限公司;Zeiss evo 18型扫描电子显微镜,德国卡尔蔡司集团。

1.3 实验方法

1.3.1 甘薯蛋白水解物的制备

参考Niu等[14]和陈嘉茹等[15]的方法。将新鲜甘薯洗净切块,加水打浆后过滤,取上清液调整pH值至4.0进行沉淀。蛋白沉淀后回溶,再调节pH值至8.0得甘薯蛋白液。在50 ℃下,向甘薯蛋白液中加入碱性蛋白酶进行酶解(pH值保持恒定值),离心取上清液,用超滤膜截留脱盐(依次用截留分子质量为1 000、2 000、3 000、8 000 Da的超滤膜进行超滤),冻干,制得不同分子质量的甘薯蛋白水解物(记作SPPHs1000、SPPHs2000、SPPHs3000和SPPHs8000)。

1.3.2 海藻酸钠-甘薯蛋白水解物复合溶液的制备

按照SPPHs质量分数为0.25%,SA质量分数为1.0%,分别准确称取一定量的SA与不同分子质量的SPPHs后,充分混合,溶解于蒸馏水中,配制成海藻酸钠-甘薯蛋白水解物(SA-SPPHs)复合溶液,分别记作复合溶液组:SA-SPPHs1000、SA-SPPHs2000、SA-SPPHs3000、SA-SPPHs8000,静置后待用。空白组为未添加SPPHs的SA溶液,记作SA。

1.3.3 SA-SPPHs复合凝胶的制备

凝胶的制备参照杨英[16]的方法并通过前期实验稍加调整。准确称取适量CaCl2,用蒸馏水配制成质量分数分别为0.050%、0.075%、0.100%、0.125%和0.150%的CaCl2溶液,按照SA-SPPHs复合溶液与CaCl2溶液的体积比为2∶1,将不同质量分数的CaCl2溶液分别缓慢倒入SA、SA-SPPHs1000、SA-SPPHs2000、SA-SPPHs3000、SA-SPPHs8000溶液中,并不断搅拌直至样品物理状态无明显变化,静置12 h后进行测定。

1.3.4 SA-SPPHs凝胶珠的制备

凝胶珠的制备参照杨飞[17]的方法并稍作调整。将配制好的SA-SPPHs复合溶液静置消泡,配置质量分数为0.150%的CaCl2交联成型液。成型时将交联成型液装入烧杯,放在磁力搅拌上进行搅拌。分别将SA、SA-SPPHs1000、SA-SPPHs2000、SA-SPPHs3000、SA-SPPHs8000溶液倒入3 mm圆形滴头进行滴珠,液滴滴落交联成型液中,磁力搅拌10 min成型,浸泡30 min至凝胶珠完全成型。用蒸馏水冲洗表面多余的钙离子,用滤纸吸干表面水分,凝胶珠即制备完成。凝胶珠样品分别记作凝胶珠组:SA、SA-SPPHs1000、SA-SPPHs2000、SA-SPPHs3000和SA-SPPHs8000。

1.3.5 SA-SPPHs复合溶液粒径的测定

参考庞志花等[18]的方法,采用纳米粒度仪测定SA-SPPHs复合溶液的平均粒径。将待测样品用蒸馏水稀释20倍,超声消泡处理后测试,测试时蒸馏水的折射率设定为1.33,复合溶液的折射率设定为1.45。每个样品重复测量3 次,每次循环扫描12次。

1.3.6 SA-SPPHs复合溶液ζ-电位的测定

胶体溶液中带电粒子的双电层产生的电势即为ζ-电位,可以反映胶体粒子分散溶液的稳定性。参考庞志花等[18]的方法,采用Zeta电位分析仪测定。将待测样品用蒸馏水稀释20倍,超声消泡处理后测试,测试温度25 ℃,每个样品重复测量3次,单次测量循环20次。

1.3.7 SA-SPPHs复合溶液与钙离子凝胶化行为的测定

参考杨英[16]和Hu等[19]的方法,采用流变仪的时间扫描模式进行测定,研究SA-SPPHs复合溶液与钙离子胶凝作用的强弱及其敏感性。选择接近且低于临界胶凝点的钙离子量作为反应初始量,通过前期实验得出临界凝胶浓度范围,分别选择质量分数为0.100%、0.125%和0.150%的CaCl2溶液与SA-SPPHs复合溶液反应,测试用夹具为40 mm平板,测试台与平板间的间隙为600 μm,在80 ℃下和样品的线性黏弹区内对样品进行时间扫描,扫描角频率为10 rad/s,扫描时间为1 200 s。

1.3.8 SA-SPPHs复合凝胶流变学特性的测定

1.3.8.1 动态黏弹性测定

参考Derkach等[20]的方法,采用流变仪对SA-SPPHs复合凝胶进行动态黏弹性测定,测定储能模量(G′)和损耗模量(G″)随角频率(ω)变化的情况。测定中采用的夹具为同心筒,扫描角频率为 0.1～600.0 rad/s,应变设置为10%,测定温度为 25 ℃,采集频度为5,每个样品平均测定3次,所有样品测试在线性黏弹区内。

1.3.8.2 稳态剪切黏度测定

参考李倩倩等[21]的方法,采用流变仪测定SA-SPPHs复合溶液的表观黏度。测定中采用的夹具为同心筒,样品平衡1 min后在剪切速率为0.01～1 000.00 s-1进行黏度测定,测定温度为 25 ℃,采集频度为5,每个样品平均测定3次。

1.3.9 SA-SPPHs凝胶珠特性的测定

1.3.9.1 质构特性的测定

参考Günter等[22]的方法,采用质构仪对SA-SPPHs凝胶珠的质构特性进行测定。质构分析测定条件:采用P/0.5柱状探头,测前速度1.0 mm/s,测试速度2.0 mm/s,测后速度2.0 mm/s,压缩形变50%,停留时间5 s,触发力5 g,每个样品重复测量10次。

1.3.9.2 水分分布的测定

参考Liu等[23]的方法,利用21 MHz的低场核磁共振成型分析仪测定SA-SPPHs凝胶珠的自旋-自旋弛豫时间(T2),凝胶珠在32 ℃下平衡,放入一个直径为20 mm的玻璃管中,使样品覆盖于磁场中大约1 cm。采用CPMG脉冲序列测量,对采样数据进行单组分反演,得到平均弛豫时间T2,并进行多组分反演,得到弛豫时间T21、T22、T23和弛豫时间曲线。

1.3.9.3 微观结构的测定

将SA-SPPHs凝胶珠样品在-80 ℃下冷冻48 h,真空冷冻干燥除去水分,将样品固定在载物台上,进行喷金处理,用扫描电子显微镜观察样品表面的微观结构,观察倍数为25倍和100倍[23]。

1.4 数据处理

每组数据平行测定3 次,数据采用SPSS 26软件进行统计分析,采用Duncan多重比较进行显著性分析,P<0.05表示差异显著。使用Origin 2021软件绘图。

2 结果与分析

2.1 SA-SPPHs复合溶液粒径和ζ-电位分析

粒径大小对溶液的稳定性有重要的影响,海藻酸钠与不同分子质量甘薯蛋白水解物复合溶液粒径的测定结果见图1。由图1(a)可见,SPPHs的加入使SA溶液体系的平均粒径增大,各溶液粒径由大到小依次为SA-SPPHs8000、SA-SPPHs3000、SA-SPPHs2000、SA-SPPHs1000、SA,这可能是SPPHs与SA分子之间相互作用的结果。复合体系中有新的结构产生,使得体系中大粒径复合颗粒数量增加。有研究报道,SA与蛋白分子在中性pH值环境下会通过静电排斥和疏水相互作用形成络合物[24],由此推测,可能是SPPHs与SA之间通过相互作用而形成了络合物。SPPHs的加入,使体系中的静电斥力增强,颗粒内部结构膨胀而促使大颗粒物的生成,且SPPHs的分子质量越大,这种络合作用越强,颗粒内部连接越紧密,从而聚集成为更大颗粒;同时SPPHs分子质量越大,颗粒尺寸越大,相互靠近的小颗粒越易聚集,在SA分子链之间形成更紧密的物理交联,有利于形成稳定的溶液体系[25]。

ζ-电位可评价微粒分散体系的物理稳定性,ζ-电位绝对值越高,其粒子间的静电斥力也越大,物理稳定性也越好[26]。由图1(b)可知,SA和SA-SPPHs粒子表面带负电荷,与空白组SA的ζ-电位绝对值相比,SA-SPPHs的ζ-电位绝对值更大,说明SPPHs与SA之间存在静电相互作用,SPPHs的加入使体系静电斥力增加,体系中的相对稳定性增加。这与Zhao等[24]的研究结果一致。

2.2 SA-SPPHs复合溶液与钙离子凝胶化过程分析

SA-SPPHs复合溶液与不同质量分数的CaCl2溶液胶凝作用效果表示溶液与钙离子反应的敏感性,即反应形成凝胶的快慢与强弱,凝胶化过程测试结果见图2,由图2可知,随着反应时间的延长,SA-SPPHs复合溶液与钙离子体系的G′值和G″值都呈现增加趋势,刚开始反应阶段G′值快速且大幅上升,而后趋于稳定,此时G′值远高于G″值。已有研究表明,在溶液转变成凝胶的过程中,体系的G′值会逐渐超越G″值并继续以更快的速度大幅升高至远高于G″值的程度[16]。因此,图2的流变现象证实在SA-SPPHs复合溶液与钙离子体系中出现了SA与钙离子的胶凝过程,而不同分子质量的SPPHs的添加导致了不同程度的胶凝效果。与空白组SA相比,SA-SPPHs复合溶液与钙离子反应较敏感,在较短的反应时间内产生胶凝作用并趋于稳定。图2(a)凝胶化过程中各组G′值的平均值由大到小依次为SA-SPPHs8000(17.05 kPa)、SA-SPPHs3000(13.26 kPa)、SA-SPPHs2000(9.31 kPa)、SA-SPPHs1000(6.16 kPa)、SA(2.14 kPa),SA-SPPHs8000 复合溶液的反应最为敏感,凝胶作用最快且形成凝胶的强度最高。

由图2(a)可见,添加质量分数为0.100%的 CaCl2时,G′的变化可划分为3个区域。当反应时间小于500 s时,G′迅速增大,这可能是SA-SPPHs与钙离子形成交联,逐渐形成凝胶,三维网络结构开始形成。SA-SPPHs与钙离子反应的敏感性有差异,故反应快慢和形成的凝胶结构和强度不同,体现在G′的变化快慢及大小上。SA-SPPHs复合溶液与钙离子反应速率高于空白组,且G′较大,模量由大到小依次为SA-SPPHs8000、SA-SPPHs3000、SA-SPPHs2000、SA-SPPHs1000、SA。当反应时间为500～800 s时,反应速率减慢,凝胶逐渐固型;当反应时间大于800 s时,整个凝胶过程趋于平衡状态,G′与G″趋于稳定,SA-SPPHs复合溶液最终形成的平衡凝胶强度大于SA溶液形成的平衡凝胶强度,体现出较好的凝胶性能。这可能是SPPHs与SA的相互作用,引起分子间的物理和化学交联作用,包括氢键和分子链缠结等,增大了SA功能基团内作用力,使复合体系更易发生交联反应。此外,SPPHs中天冬氨酸和谷氨酸等含量高,氨基酸残基的烷基侧链较多,易与SA中的自由羧基结合。这种相互作用进一步促进了凝胶网络中的缠结,使得凝胶内部更加紧实致密,形成稳定的三维网络结构。随着添加的SPPHs分子质量的增大,这种强化作用更加显著[27]。

由图2(c)至图2(f)可知,添加质量分数为0.125%和0.150%的CaCl2也呈现类似的变化规律。随着钙离子含量的增大,储能模量G′的最终平衡值也呈现出增大的趋势,说明钙诱导形成更加稳定的凝胶,凝胶网络结构更加紧实,SPPHs与SA的相互作用更加充分,且达到平衡时G′与G″基本保持平行,表现为典型的弹性凝胶网络。这一结果在杨英[16]的研究中也有说明,通过钙交联反应体现体系从分散状态到三维网络状态的过程,最终的储能模量大小反映分子间结合的紧密程度,从而推测出分子间的相互作用强弱。同时,SPPHs促进SA凝胶形成的过程说明SPPHs具有较好的生物相容性,有研究发现一些凝胶多糖与水解蛋白链之间有相互作用,但可能由于部分相分离,非凝胶相分子的存在使凝胶网络结构松散[28],SPPHs改善的凝胶表现出较好的弹性网络结构,具有独特的优势。

2.3 SA-SPPHs复合凝胶特性分析

2.3.1 复合凝胶临界凝胶化行为分析

临界凝胶化行为表征SA-SPPHs复合凝胶与钙离子反应形成凝胶的临界点的特征,临界钙离子浓度大小可以反映体系形成凝胶网络的程度大小。钙离子诱导下海藻酸钠凝胶形成的过程如图3。由图3可见,随着CaCl2质量分数的增加,SA-SPPHs复合凝胶的凝胶强度逐渐增强,从微弱的似凝胶态逐渐向强凝胶态改变。复合凝胶体系tanδ与CaCl2质量分数的关系曲线如图4。由图4可见,当添加不同质量分数的CaCl2时,复合凝胶体系的tanδ在临界凝胶点失去对角频率ω的依赖,并在某一点收敛,而tanδ与ω无关。空白组SA的临界凝胶点CaCl2质量分数为0.124%,体系开始由溶液向凝胶转变。SA-SPPHs复合体系临界凝胶参数通过流变测试并使用软件计算得到,结果见表1。由表1可见,随着不同分子质量SPPHs的加入,临界CaCl2质量分数不断减小,其值的大小与添加的SPPHs分子质量成反比,SPPHs分子质量越大,临界CaCl2质量分数越小,形成临界凝胶点所需的钙离子量越少。这可能是SPPHs与SA的相互作用促进了钙交联反应,因此更容易形成贯穿整个体系的三维凝胶网络结构[29-30],使形成临界凝胶点所需的钙离子量减少。

2.3.2 复合凝胶流变学特性分析

2.3.2.1 复合凝胶动态黏弹性分析

动态黏弹性表示凝胶在流变学剪切过程中G′和G″与角频率ω的关系,G′值和G″值的相对大小可以表征凝胶的状态。SA-SPPHs复合凝胶的动态黏弹性通过流变小振幅频率扫描测得,结果见图5。由图5可见,SA-SPPHs复合溶液在添加不同质量分数的CaCl2时,体系的G′与G″与角频率ω的关系。当CaCl2质量分数增加时,体系中G′与G″也随之增加,因为钙离子与SA的相互交联作用使形成凝胶的交联缠结点更多,三维网络结构更加紧实,限制运动使体系的形变减小,G′增加,而高频率下的摩擦和热损耗增加,因此G″也增加[31]。与空白组SA相比,添加SPPHs的凝胶G′更大,且模量由大到小的顺序依次为:SA-SPPHs8000、SA-SPPHs3000、SA-SPPHs2000、SA-SPPHs1000、SA。这可能是SA与SPPHs之间形成了较强的分子间氢键作用,使得SA与钙离子交联缠结点增多,形成更加均匀致密的内部凝胶结构。当钙离子加入时,因不同分子质量的SPPHs的敏感性差异,形成具有不同结构的网络凝胶,这与凝胶化过程的结果是一致的。图5中显示了SA与钙离子交联形成凝胶的过程,当添加质量分数为0.050%和0.075%的CaCl2时,G′<G″,体系为似凝胶态;添加0.100%的CaCl2时,G′趋近于G″,体系为微弱的凝胶态;添加0.125%和0.150%的CaCl2时,G′>G″,体系为较强固的凝胶态。

2.3.2.2 复合凝胶稳态剪切黏度分析

图6为SA-SPPHs复合溶液稳态剪切黏度,稳态剪切黏度表示在添加不同质量分数的CaCl2时其剪切黏度随剪切速率变化的关系,可以表征复合溶液的流变学性质。由图6可见,随剪切速率的不断增大,SA-SPPHs凝胶的黏度不断降低,表现出“剪切稀化”现象,即假塑性流体现象[32]。添加CaCl2的质量分数从0.050%依次增大到0.075%、0.100%、0.125%和0.150%,剪切稀化的程度逐渐增大,逐渐表现出更强的假塑性流体特性。采用Power-Law流变模型对复合凝胶剪切曲线上的数据点进行拟合来分析其流体特性,结果如表2。由表2可知,CaCl2质量分数从0.075%至0.150%的剪切黏度的变化中可以看出,SA-SPPHs凝胶与空白组SA相比,n值更小,SA-SPPHs凝胶剪切稀化程度更大,假塑性程度更大,且SPPHs分子质量越大,假塑性现象越明显。其中SA-SPPHs8000凝胶剪切稀化程度最大,具有较强的假塑性,这可能是SPPHs与SA互相交联,分子间范德华力及氢键作用等导致体系黏度增大,分子质量越大,交联强度越高,最终形成紧实的网络结构凝胶。

2.3.2.3 复合凝胶稳态剪切黏度与动态复合黏度比较

稳态剪切黏度与动态复合黏度间的比较可以说明SPPHs与SA复合体系的相互作用效果,分析两者是否符合Cox-Merz准则。Cox-Merz准则通常用于识别增量和振荡流体形变试验的流变学结果之间的相似性,其中建立了稳态黏度和复合黏度之间的等效性。该准则表明:考虑等效性时,复合黏度η*和剪切黏度η相等[26]。SA-SPPHs复合溶液与不同质量分数的CaCl2反应的稳态剪切黏度与动态复合黏度比较结果如图7。由图7可知,当添加质量分数为0.050%、0.075%和0.100% CaCl2时,体系的η*和η基本一致,表明此时形成的凝胶符合Cox-Merz准则。添加质量分数为0.125% CaCl2时,SA与SA-SPPHs1000的η*和η基本一致,SA-SPPHs2000、SA-SPPHs3000和SA-SPPHs8000体系中η*大于η,当添加质量分数为0.150% CaCl2时,复合体系中η*均大于η,且η*与η的间距由大到小依次为:SA-SPPHs8000、SA-SPPHs3000、SA-SPPHs2000、SA-SPPHs1000、SA。Cox-Merz准则的偏移说明体系中有新的结构生成[27, 32],这在2.1的粒径测试结果中也已表明,进一步说明 SPPHs 可以引起海藻酸钠分子链之间相互作用的改变,从而改变复合凝胶的行为,表现出内部结构的差异。并且添加的SPPHs分子质量越大,相互作用越强,这可能会导致复合凝胶内部结构交联越强,黏度越大。这一结果与稳态剪切黏度分析一致,本研究结果表明SPPHs的添加促进了SA凝胶的进一步形成。

2.4 SA-SPPHs凝胶珠特性分析

为进一步分析SPPHs对SA凝胶形成的影响,本研究制备了SA-SPPHs凝胶珠,并分别从其质构特性、水分分布和微观结构方面分析了凝胶内部结构的变化。

2.4.1 SA-SPPHs凝胶珠质构特性分析

表3为SA-SPPHs凝胶珠质构特性测定结果。由表3可知,SA-SPPHs凝胶珠与空白组SA凝胶珠相比,凝胶珠的质构特性显著改善。添加不同分子质量的SPPHs的复合凝胶珠质构特性改善效果有所差异,其中添加分子质量为8 000 Da的SPPHs后凝胶珠硬度由 1.12 N 显著提高到1.23 N,弹性由0.57显著增大到0.62,胶黏性由0.65 N显著增大到0.72 N,咀嚼性由0.37 N显著增大到0.44 N。这可能是SPPHs的添加促进了SA与钙离子的相互交联作用,也可能是SPPHs中含有较多的羧基,羧基通过钙离子进行交联而形成缔合区[33],使形成的凝胶珠更加紧实,从而强化凝胶珠的质构特性[34]。凝胶珠的质构特性验证了SA-SPPHs与钙离子交联过程中的流变特性。

2.4.2 SA-SPPHs凝胶珠水分分布分析

图8为SA-SPPHs凝胶珠水分分布测试结果,从图8(a)可以看出,与空白组SA凝胶珠相比,SA-SPPHs凝胶珠的T2值有所降低,SPPHs的加入缩短了SA凝胶珠的弛豫时间,这可能是SPPHs与SA的相互作用改变了凝胶珠中的水分状态,使水分由松散流动状态转为较为稳定状态,束缚在凝胶结构中。

由图8(b)可知, SA-SPPHs凝胶珠主要以弱结合水方式存在,有一小部分强结合水和自由水。随着添加的SPPHs分子质量的增加,凝胶珠样品的三个峰值整体上逐渐向左发生偏移。采用低场核磁共振(low-field nuclear magnetic resonance,LF-NMR)分析仪测定的SA-SPPHs凝胶珠复指数反演参数见表4。由表4可以发现,SPPHs的加入使凝胶珠的T21、T22、T23值均显著下降(P<0.05),这可能是由于SA与SPPHs交联形成的有序结构与钙离子的作用能够锁住水分子[35],减少了水分的流动。SPPHs分子质量从1 000 Da增加到8 000 Da,凝胶珠的A21略有增加,A22降低。这可能是SA与SPPHs分子存在静电相互作用,分子间的氢键作用力变强,凝胶样品中弱结合水部分转化为强结合水[36]。实验结果说明,SPPHs可以增强SA凝胶的持水能力,提高凝胶内部结构稳定性。有研究表明,乳清蛋白与多糖的复配可以提高凝胶的强度,但凝胶的持水性显著下降,与其他强化剂相比,SPPHs具有较好的凝胶结构强化效果。

2.4.3 SA-SPPHs凝胶珠微观结构分析

凝胶所呈现的形态及排列规整度可以用来解释分子的相互作用。因此,通过扫描电子显微镜分析来研究不同分子质量的SPPHs对SA凝胶珠的表面形态和微观结构的影响。由图9可知,冻干后的SA-SPPHs凝胶珠具有不规则的形状和异质的表面,具有褶皱的形状,这可能是冻干过程中冰晶膨胀,迅速升华造成的塌陷和收缩[37]。随着SPPHs的加入,凝胶珠的结构变得更密且紧实,有更多的连接区,可以推断出更多地形成SA-SPPHs与钙离子之间的交联,说明SPPHs改变了凝胶组织的原始连接区[38-39]。随着添加的SPPHs分子质量的增加,凝胶珠的表面形态形成更加有序的条状,表面网络结构均匀致密。本研究结果表明,SPPHs对SA凝胶珠有较好的强化作用,可以改善凝胶珠质地,这与质构特性研究结果是一致的。

3 结 论

通过分析不同分子质量(1 000、2 000、3 000、8 000 Da)SPPHs的添加对钙离子诱导下SA凝胶的形成过程和凝胶特性的影响,可得出结论:SPPHs与SA的相互作用促进了SA与钙离子的交联,促使钙交联过程中SA的凝胶速度和凝胶强度的提高,其中分子质量为8 000 Da的SPPHs强化作用更显著。不同分子质量SPPHs的加入促进了SA的凝胶行为,添加的SPPHs分子质量越大,临界凝胶点的钙离子质量分数越小,更容易形成贯穿整个体系的三维凝胶网络结构。此外,通过质构特性和水分分布测试等进一步分析可知,SPPHs的加入强化了SA凝胶的质构特性,显著降低了T2值,增强了SA凝胶的持水能力。本研究表明,添加SPPHs能强化SA凝胶的内部结构,可有效改善SA凝胶的质构等特性。希望本研究结果可为具有紧密三维网络结构的SA凝胶的形成提供理论指导,拓宽甘薯蛋白的应用范围,提高其附加值。

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Effects of Sweet Potato Protein Hydrolysates on Formation of Calcium Ion-Induced Sodium Alginate Gel

ZHANG Mianling, XIAO Jianhui, SUN Chao, Feng Yaping, NIU Liya*

(Jiangxi Province Key Laboratory of Root and Tuber Crops Biology, Jiangxi Agricultural University, Nanchang 330045, China)

Abstract：To study the effects of sweet potato protein hydrolysates (SPPHs) on the gel structural properties of sodium alginate (SA) and to achieve the high quality utilization of sweet potato processing residues, SPPHs with different molecular weights (1 000, 2 000, 3 000, 8 000 Da) were added to SA to investigate their effects on the formation process and gel properties of SA gels induced by calcium ions in terms of gelation process, critical gel behavior, textural properties, water distribution and microstructure. The results showed that the interaction between SPPHs and SA promoted its cross-linking with calcium ions, which could strengthen the intermolecular structure, accelerate the appearance of critical gel point in the process of calcium cross-linking and reduce the amount of calcium ions required for the critical point. Among them, SPPHs with molecular weight of 8 000 Da had a more significant strengthening effect on SA gel, and the reaction sensitivity with calcium ions was the strongest, resulting in the formation of the largest gel strength. The average value of the storage modulus G′ value of SA-SPPHs8000 during the gelation process with 0.100% CaCl2 was 17.05 kPa. It was much higher than that of blank group SA (2.14 kPa). The composite gel with the addition of SPPHs behaved as a typical non-Newtonian fluid, and the larger the molecular weight of the added SPPHs, the stronger the internal structural cross-linking of the formed composite gel, the stronger the pseudo plasticity, and the greater the viscosity. In addition, the addition of SPPHs significantly improved the hardness, elasticity and chewiness of SA gel beads, and improved the water holding capacity and internal structural stability of the gel beads. The results showed that the addition of SPPHs could strengthen the internal structure of SA gels and promote calcium cross-linking to form more compact three-dimensional network gels, which in turn improved the texture and other properties of SA gels. Compared with other protein hydrolysates, SPPHs had greater advantages. Meanwhile, this study could broaden the application scope of sweet potato protein, improve its added value and further realize the comprehensive utilization of sweet patato protein resources.

Keywords：sodium alginate; protein hydrolysates of sweet potato; calcium cross-linking; gel structure;rheological properties

中图分类号：TS201.7

文献标志码：A

doi：10.12301/spxb202200861

文章编号：2095-6002(2023)04-0067-15

引用格式：张勉羚,肖建辉,孙超, 等. 甘薯蛋白水解物对钙离子诱导下海藻酸钠凝胶形成的影响[J]. 食品科学技术学报,2023,41(4):67-81.

ZHANG Mianling, XIAO Jianhui, SUN Chao, et al. Effects of sweet potato protein hydrolysates on formation of calcium ion-induced sodium alginate gel[J]. Journal of Food Science and Technology, 2023,41(4):67-81.

收稿日期：2022-09-08

基金项目：江西省现代农业产业技术体系建设专项项目(JXARS-19-4)。

Foundation: Jiangxi Province Modern Agricultural Industrial Technology System Construction Project(JXARS-19-4).

第一作者：张勉羚,女,硕士研究生,研究方向为农产品加工及贮藏工程。

*通信作者：牛丽亚,女,副教授,博士,主要从事农产品精深加工方面的研究。

(责任编辑：叶红波)